Perfusion de lipopolysaccharides comme modèle de choc endotoxémique porcin

La septicémie et le choc septique figurent parmi les principales causes de mortalité chez les patients recevant un traitement en soins intensifs ^1,2,3. La septicémie survient lorsqu’une infection déclenche une réponse immunitaire déréglée entraînant une défaillance multiviscérale. Elle se caractérise par des symptômes potentiellement mortels, notamment une instabilité hémodynamique, une détresse respiratoire, une insuffisance hépatique et rénale, ainsi que des troubles cognitifs ^4,5. Le choc septique représente un sous-ensemble de la septicémie avec des symptômes particulièrement graves qui augmentent considérablement la mortalité. Ces symptômes comprennent une hypotension persistante nécessitant un traitement vasopresseur et un taux de lactate sérique supérieur à 2 mmol∙^{L-1 4,5}. Les taux de mortalité chez les patients atteints de choc septique ont été estimés à 40 %, même avec un traitement hospitalier ^1,3,5. 

Les bactéries à Gram négatif, telles que Pseudomonas et Escherichia coli, provoquent souvent des infections déclenchant cette réponse immunitaire déréglée⁴. Les mécanismes physiopathologiques sous-jacents sont complexes et ne sont pas encore entièrement compris. Un aspect bien décrit concerne l’activation de récepteurs de type Toll sur les cellules immunitaires par des motifs moléculaires associés à des agents pathogènes (PAMP), conduisant à la libération de cytokines telles que le facteur de nécrose tumorale alpha (TNFα) ou l’interleukine 1 (IL 1)⁴. L’un de ces PAMP est le lipopolysaccharide (LPS), qui constitue un composant de la membrane cellulaire chez les bactéries à Gram négatif⁶. Le LPS a été utilisé dans des modèles animaux pour induire une endotoxémie et un choc endotoxémique ^7,8.

Les modèles animaux fournissent un cadre contrôlé et standardisé pour développer et étudier de nouvelles stratégies de traitement. En raison de son anatomie, de sa physiologie immunologique et de ses paramètres hémodynamiques similaires, le modèle porcin est particulièrement bien adapté à l’étude des effets du choc endotoxémique ^9,10. De plus, les équipements médicaux standard couramment utilisés chez les patients humains peuvent être facilement appliqués chez les porcs en raison de la taille similaire de leurs voies respiratoires et de leurs vaisseaux sanguins, ce qui facilite l’instrumentation et la surveillance hémodynamique.

Avec ce protocole, nous fournissons un modèle expérimental de choc endotoxémique chez les porcs par perfusion intraveineuse de LPS dérivé d’E. coli. Pour surveiller les effets, nous avons mesuré les paramètres hémodynamiques et pulmonaires, notamment la pression artérielle, la fréquence cardiaque, la saturation périphérique en oxygène, la pression artérielle pulmonaire et la pression des voies respiratoires. Pour évaluer l’influence de l’endotoxémie sur l’apport en oxygène cérébral, nous avons utilisé la spectrométrie proche infrarouge (NIRS). Avec cette méthode, la saturation cérébrale en oxygène peut être évaluée via une électrode adhésive appliquée sur le front¹¹.

Les expériences de ce protocole ont été approuvées par le Comité national et institutionnel de protection des animaux (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Coblence, Allemagne, TVA G21-1-080). Les expériences ont été menées conformément aux directives ARRIVE. Pour cette étude, six porcs mâles allemands Landrace en bonne santé âgés de 2 à 3 mois et pesant 30 à 35 kg ont été utilisés. La chronologie expérimentale est résumée à la figure 1. Les détails relatifs à tous les matériaux et instruments utilisés dans ce protocole sont énumérés dans le tableau des matériaux.

Figure 1 : Chronologie expérimentale. Des mesures de santé de base ont été prises après la préparation de l’animal et une période de stabilisation de 30 minutes. L’endotoxémie a été induite par l’injection de LPS pendant 30 minutes et des mesures à 0 heure ont été prises après 30 minutes supplémentaires ; Après cela, les mesures horaires ont été poursuivies pendant 4 h. Abréviations : BLH = santé de base ; LPS = lipopolysaccharide. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

1. Préparation des animaux

1. Gardez les animaux dans leur environnement habituel le plus longtemps possible pour minimiser le stress. Retenir la nourriture pendant 6 heures avant l’administration de l’anesthésie, tout en laissant libre accès à l’eau.
2. Sédater les animaux par injection intramusculaire d’azaperone (3 mg∙^kg-1) et de midazolam (0,5 mg ^kg-1) alors qu’ils sont encore dans leur environnement normal.
3. Une fois que la sédation fait effet, ce qui se produit généralement dans les 15 à 20 minutes suivant l’administration, transportez les porcs au laboratoire.
   REMARQUE : Il est crucial de s’assurer que la sédation continue est maintenue tout au long du transfert ; Selon la législature régionale, cela peut nécessiter la surveillance permanente d’un vétérinaire.
4. Portez une attention particulière au maintien de la température corporelle normale des porcs (~38 °C) pendant le transport. Par exemple, envisagez de couvrir l’animal avec une couverture pour éviter l’hypothermie.
   REMARQUE : Il est important de limiter le temps de transport pour ne pas dépasser la durée de la sédation, qui varie généralement de 30 min à 60 min.
5. Après la désinfection, établissez un accès intraveineux en insérant un cathéter de 22 G dans la veine auriculaire. Avant de procéder à tout autre mouvement du porc ou à l’induction de l’anesthésie, assurez-vous que le cathéter est solidement fixé pour éviter toute luxation par des mouvements brusques.
6. Surveillez en permanence la saturation périphérique en oxygène à l’aide d’un capteur fixé à la queue ou à l’oreille.

2. Anesthésie et ventilation mécanique

1. Administrer du fentanyl (4 μg ^kg-1) et du propofol (3 mg ^kg-1) par voie intraveineuse pour induire l’anesthésie.
2. Placez le cochon en position couchée.
3. Administrer de l’atracurium (0,5 mg ^kg-1) comme relaxant musculaire et commencer immédiatement une ventilation non invasive à l’aide d’un masque de ventilation pour chien. Placez le masque sur le museau et appliquez une pression ferme avec les pouces tout en tirant la mâchoire inférieure vers l’avant à l’aide du majeur/annulaire. Réglez le ventilateur sur les paramètres suivants : fraction d’oxygène inspiratoire (F_iO₂ ) = 100 %, volume courant = 6-8 mL ^kg-1, pression expiratoire positive (PEP) = 5 mbar, pression inspiratoire maximale ≤ 20 mbar, fréquence respiratoire = 18-20 ^min-1.
4. Maintenez l’anesthésie en initiant une perfusion continue d’une solution d’électrolyte équilibrée (5 mL ^{kg-1 h-1}), de fentanyl (10 μg ^{kg-1 h-1}) et de propofol (6 mg ^{kg-1 h-1}).
5. Effectuez une intubation endotrachéale à l’aide d’une sonde endotrachéale standard (ID 6-7 mm), d’un fil-guide et d’un laryngoscope équipé d’une lame Macintosh (taille 4).
   1. Demandez à un assistant d’ouvrir la bouche et de tenir la langue sur le côté gauche.
   2. Insérez la lame Macintosh jusqu’à ce que l’épiglotte soit visible. Ensuite, soulevez le laryngoscope vers le haut pour déplacer l’épiglotte ventralement et visualiser les cordes vocales. Parfois, l’épiglotte peut coller au palais mou ; Dans ce cas, mobilisez-le en glissant doucement sur le côté avec le tube ou une bougie.
   3. Insérez délicatement le tube endotrachéal dans les cordes vocales et retirez l’inducteur. Si vous rencontrez des difficultés, essayez de faire pivoter le tube sans appliquer de force excessive. Si nécessaire, utilisez un tube plus petit. Une fois le tube en place, gonflez le brassard avec 10 ml d’air.
6. Connectez la sonde endotrachéale au ventilateur et lancez la ventilation. Confirmer le bon positionnement de la sonde en détectant le CO₂ en fin d’expiration et en effectuant une auscultation bilatérale. Utilisez les réglages de ventilation suivants : F_iO₂ = 40 %, volume courant = 6-8 mL ^kg-1, PEP = 5 mbar, rapport inspiration/expiration = 1 :2, fréquence respiratoire = ajustée pour atteindre un niveau de CO₂ en fin d’expiration de <45 mmHg, généralement 30-40 ^min-1 .
   REMARQUE : Si le tube a été mal placé dans l’œsophage, l’air gonflera l’estomac, provoquant un renflement visible. Dans de tels cas, retirez immédiatement la sonde, administrez une ventilation non invasive pendant 1 à 2 minutes et repositionnez correctement la sonde.
7. Insérez une sonde gastrique pour prévenir le reflux ou les vomissements. Si l’insertion s’avère difficile, utilisez le laryngoscope pour obtenir une meilleure vue de l’entrée de l’œsophage.

3. Instrumentation

1. Placer un cathéter artériel et un cathéter veineux central dans l’artère et la veine fémorales, respectivement, pour la surveillance hémodynamique et le traitement volumique intraveineux.
2. Utilisez des bandages pour rétracter et sécuriser les pattes arrière, offrant un meilleur accès aux vaisseaux fémoraux.
3. Préparez tout le matériel nécessaire avant l’instrumentation. Remplissez tous les cathéters avec une solution saline et assurez-vous d’un accès facile aux fils et aux cathéters pour minimiser le besoin de tentatives de cathétérisme multiples et de pertes de sang inutiles.
4. Appliquez un désinfectant alcoolique sur la zone inguinale et essuyez-la avec un écouvillon stérile. Répétez ce processus deux fois. Appliquez à nouveau le désinfectant sans essuyer et attendez 3 min. Placez un champ fenêtré stérile sur la zone inguinale.
5. Utilisez l’échographie pour identifier les vaisseaux sanguins fémoraux. Utilisez une technique de Seldinger guidée par échographie dans le plan pour le cathétérisme afin de minimiser les lésions tissulaires et la perte de sang.
6. Visualisez l’artère fémorale longitudinalement. Percer l’artère avec une seringue attachée à l’aiguille pour une aspiration continue. Le sang rouge vif et pulsé confirme la ponction artérielle. Retirez la seringue et insérez le fil préparé. Retirez l’aiguille tout en laissant le fil en place.
7. Répétez la même procédure pour la veine fémorale. La ponction veineuse est confirmée par du sang rouge foncé à écoulement lent.
8. Confirmez le positionnement correct des deux fils en visualisant les deux vaisseaux fémoraux à l’aide d’ultrasons.
9. Utilisez la technique de Seldinger pour insérer d’abord la gaine d’introduction artérielle, suivie de la gaine d’introduction veineuse. Confirmer le bon positionnement par l’analyse des gaz du sang des échantillons de sang prélevés dans les deux lignes.
10. S’assurer que le sang peut être aspiré de toutes les lignes. Rincez toutes les lignes avec une solution saline pour éviter la formation de caillots.
11. Fixez solidement les lignes à la peau à l’aide de sutures chirurgicales pour éviter la luxation.
12. Connectez les cathéters artériels et veineux centraux à des transducteurs pour la mesure des paramètres hémodynamiques.
13. Insérez un cathéter de sortie cardiaque à contour de pouls (PiCCO) dans la gaine d’introduction artérielle et connectez-le au transducteur de pression artérielle et au câble d’interface de température du moniteur PiCCO.
14. Connectez un cathéter Swan-Ganz à un transducteur.
    1. Tout en mesurant continuellement la pression, insérez le cathéter dans la gaine centrale de l’introducteur veineux. Gonflez le ballonnet après environ 30 cm, lorsqu’une courbe de pression veineuse centrale devient visible.
    2. Avancez lentement le cathéter tout en surveillant la courbe de pression. Lorsque le cathéter pénètre dans le ventricule droit, recherchez une courbe de pouls avec une valeur systolique élevée et une valeur diastolique faible. L’avancement du cathéter se traduira par une valeur systolique constante et une valeur diastolique accrue, indiquant un placement dans l’artère pulmonaire.
    3. Fixez le cathéter dans cette position (généralement entre 50 et 70 cm). Connectez le capteur de température d’injection du système PiCCO à la lumière proximale du cathéter Swan-Ganz.
15. Rasez le front du porc et appliquez l’électrode adhésive du capteur pour mesurer la saturation régionale en oxygène cérébrale.
16. Après l’induction de l’anesthésie et l’instrumentation, laisser l’animal se stabiliser pendant 30 minutes ou jusqu’à ce que les paramètres hémodynamiques se soient stabilisés avant d’effectuer des mesures de base et d’induire un choc endotoxémique.

4. Induction de choc

REMARQUE : Lorsque vous travaillez avec LPS, portez toujours des gants, des lunettes de protection, un masque et une blouse de laboratoire. Évitez tout contact direct avec le LPS.

1. Préparer une solution de LPS à une concentration de 100 μg ^mL-1 en dissolvant 5 mg de LPS dans 50 mL de NaCl à 0,9 %.
2. Obtenez des mesures hémodynamiques de base immédiatement avant de commencer la perfusion de LPS.
3. Administrer une dose de 150 μg ^kg-1 de LPS pendant 30 minutes (équivalent à un débit de perfusion continu de 300 μg ^kg-1∙^h-1 pendant 30 min).
4. Après 30 min, réduire le débit de perfusion à 15 μg∙^kg-1∙^h-1 pour le reste de l’expérience.
5. Surveillez en permanence les paramètres hémodynamiques, y compris la pression artérielle artérielle et pulmonaire, la fréquence cardiaque et les paramètres de ventilation. Surveillez la température corporelle en permanence pour maintenir la normothermie.

5. Traitement de l’instabilité hémodynamique

1. Lorsque la pression artérielle moyenne tombe en dessous de 60 mmHg, utilisez PiCCO pour mesurer l’indice cardiaque (IC), l’indice global de volume diastolique (GEDI) et l’indice d’eau pulmonaire extravasculaire (ELWI). Traitez l’hypotension artérielle selon les recommandations de l’organigramme de la figure 2.
   1. Sur le moniteur PiCCO, appuyez sur le bouton de thermodilution (TD).
   2. Appuyez sur le bouton d’entrée de la pression veineuse centrale (CVP) et entrez la valeur CVP actuelle.
   3. Appuyez sur le bouton Démarrer .
   4. Lorsque vous le demandez, injectez 10 mL de solution saline froide dans le capteur de température d’injection connecté au cathéter Swan-Ganz.
      REMARQUE : N’injectez rien d’autre directement avant ou pendant la mesure PiCCO car cela compromettrait la mesure.
2. Après avoir obtenu des mesures pour l’IC, le GEDI et l’ELWI, traiter l’instabilité hémodynamique selon l’organigramme de la figure 2. Si la charge volumique est recommandée, perfuser rapidement 200 mL de solution d’électrolyte équilibré. Si un traitement par catécholamines est recommandé, augmenter le débit de perfusion de noradrénaline de 1 μg ^{kg-1 h-1}.
3. Répétez ce processus chaque fois que la pression artérielle moyenne tombe en dessous de 60 mmHg. En cas d’instabilité hémodynamique sévère, optez pour une escalade rapide du traitement.

Figure 2 : Traitement de l’instabilité hémodynamique guidé par PiCCO. Après avoir obtenu des mesures pour l’IC, le GEDI et l’ELWI, appliquer le traitement conformément au tableau. Cette figure a été adaptée du guide de l’utilisateur¹² de PiCCO. Abréviations : PiCCO = débit cardiaque du contour du pouls ; V+ = charge volumique ; chat = traitement par catécholamines ; V- = réduction du volume ; IC = indice cardiaque ; GEDI = indice global de volume de fin de diastolique ; ELWI = indice d’eau pulmonaire extravasculaire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

6. Fin de l’expérience et euthanasie

1. Injecter 0,5 mg de fentanyl par voie intraveineuse. Attendez 5 min. Injecter 200 mg de propofol.
2. Euthanasier le porc par injection rapide de 40 mL de chlorure de potassium 1 M par voie veineuse centrale.

Pour cette étude, six porcs mâles en bonne santé âgés de 2 à 3 mois et pesant 30 à 35 kg ont été anesthésiés et ont reçu une perfusion de lipopolysaccharide (LPS) pour induit une endotoxémie. Pour déterminer la dose appropriée de LPS nécessaire pour induire systématiquement des symptômes de choc, les porcs ont reçu diverses doses d’induction de LPS allant de 100 μg kg-1 à 200 μg kg-1 sur une période de 30 minutes, suivies d’une dose d’entretien de 1/10 de la dose initiale par heure pour le reste de l’expérience. Tous les animaux ont montré des signes de choc peu de temps après la perfusion de LPS. Les paramètres hémodynamiques ont été surveillés à l’aide du système PiCCO. Les animaux ont montré une diminution de l’indice cardiaque et une augmentation de la fréquence cardiaque, indiquant une instabilité hémodynamique pendant l’état de choc. La pression artérielle moyenne a diminué après la perfusion de LPS, mais a été maintenue au-dessus de 60 mmHg par réanimation liquidienne ou perfusion de noradrénaline si nécessaire (Figure 3). Les lésions pulmonaires ont été indiquées par une diminution du rapport PaO2 FiO 2-1 et une augmentation de la pression artérielle pulmonaire (Figure 4). L’oxygénation cérébrale a été mesurée par spectroscopie proche infrarouge (NIRS) et a diminué après l’induction du choc (Figure 5). Les animaux présentaient également une acidose et une augmentation des niveaux de lactate (Figure 6). Une ANOVA à un facteur avec des comparaisons multiples a été utilisée pour déterminer la signification.

Figure 3 : Développement des paramètres hémodynamiques après perfusion de LPS. (A) La pression artérielle moyenne a diminué après l’induction du choc, mais a été maintenue au-dessus de 60 mmHg en utilisant une perfusion de noradrénaline si nécessaire. (B) L’indice cardiaque a été diminué et (C) la fréquence cardiaque a augmenté après la perfusion de LPS. La moyenne et l’écart-type sont indiqués. *p < 0,05 par rapport aux mesures de base. Abréviations : BLH = santé de base ; LPS = lipopolysaccharide. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Développement des paramètres pulmonaires après perfusion de LPS. (A) Le rapport PaO2 FiO2-1 a diminué peu de temps après la perfusion de LPS. (B) La pression motrice a augmenté après l’induction du choc. (C) La pression artérielle pulmonaire a également augmenté pendant le choc. La moyenne et l’écart-type sont indiqués. *p < 0,05 par rapport aux mesures de base. Abréviations : BLH = santé de base ; LPS = lipopolysaccharide ; FiO2 = fraction d’oxygène inspiratoire ; PaO2 = pression partielle d’oxygène dans le sang artériel. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5 : Oxygénation cérébrale après perfusion de LPS. L’oxygénation cérébrale mesurée par spectroscopie proche infrarouge a diminué après induction de choc avec LPS. La moyenne et l’écart-type sont indiqués. *p < 0,05 par rapport aux mesures de base. Abréviations : BLH = santé de base ; LPS = lipopolysaccharide ; NIRS = spectroscopie proche infrarouge. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 6 : Analyse des gaz du sang artériel au cours de l’endotoxémie induite par le LPS. (A) Les animaux sont devenus plus acidotiques avec le temps et (B) les niveaux de lactate ont augmenté après la perfusion de LPS. La moyenne et l’écart-type sont indiqués. *p < 0,05 par rapport aux mesures de base. Abréviations : BLH = santé de base ; LPS = lipopolysaccharide. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Le dispositif NIRS a été fourni inconditionnellement par Medtronic PLC, États-Unis, à des fins de recherche expérimentale. Alexander Ziebart a reçu des frais de conférence de Medtronic PLC. Aucun des auteurs ne signale de conflits d’intérêts financiers ou autres. Le manuscrit a été relu et édité par ChatGPT® (Python Software, version : 24 mai 2023).