Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Exploration de solutions de perfusion alternatives à l’aide de transporteurs d’oxygène polymérisés à base d’hémoglobine de nouvelle génération dans un modèle de perfusion pulmonaire ex vivo chez le rat

1.6K vues

⸱

DOI :

10.3791/66702

⸱

14 juin 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1COPPER Laboratory, Department of Surgery, The Ohio State University Wexner Medical Center, 2Division of Cardiac Surgery, Department of Surgery, The Ohio State University Wexner Medical Center, 3William G. Lowrie Department of Chemical and Biomolecular Engineering, College of Engineering, The Ohio State University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ici, nous décrivons l’application d’un transporteur d’oxygène polymérisé à base d’hémoglobine humaine (PolyhHb) en tant que perfusat et le protocole dans lequel cette solution de perfusion peut être testée dans un modèle de perfusion pulmonaire ex vivo chez le rat.

Résumé

La transplantation pulmonaire est entravée par le manque de donneurs appropriés. Auparavant, les donateurs jugés marginaux ou insuffisants étaient écartés. Cependant, de nouvelles technologies passionnantes, telles que la perfusion pulmonaire ex vivo (EVLP), offrent aux prestataires de transplantation pulmonaire une évaluation prolongée pour les allogreffes de donneur marginal. Cette plateforme d’évaluation dynamique a entraîné une augmentation des transplantations pulmonaires et a permis aux prestataires d’utiliser des donneurs qui avaient été précédemment rejetés, élargissant ainsi le bassin de donneurs. Les techniques de perfusion actuelles utilisent des perfusats cellulaires ou acellulaires, et les deux présentent des avantages et des inconvénients distincts. La composition de la perfusion est essentielle au maintien d’un environnement homéostatique, à la fourniture d’un soutien métabolique adéquat, à la diminution de l’inflammation et de la mort cellulaire et, en fin de compte, à l’amélioration de la fonction des organes. Les solutions de perfusion doivent contenir une concentration protéique suffisante pour maintenir une pression oncotique appropriée. Cependant, les solutions de perfusion actuelles entraînent souvent une extravasation de liquide à travers l’endothélium pulmonaire, entraînant un œdème pulmonaire par inadvertance et des dommages. Ainsi, il est nécessaire de développer de nouvelles solutions de perfusion qui préviennent les dommages excessifs tout en maintenant une bonne homéostasie cellulaire. Ici, nous décrivons l’application d’un transporteur d’oxygène polymérisé à base d’hémoglobine humaine (PolyhHb) comme perfusat et le protocole dans lequel cette solution de perfusion peut être testée dans un modèle d’EVLP de rat. L’objectif de cette étude est de fournir à la communauté de la transplantation pulmonaire des informations clés pour concevoir et développer de nouvelles solutions de perfusion, ainsi que les protocoles appropriés pour les tester dans des modèles de transplantation translationnelle cliniquement pertinents.

Introduction

Comme tout domaine de la transplantation d’organes solides, la transplantation pulmonaire souffre d’une pénurie d’organes de donneurs. Afin d’augmenter le nombre de donneurs, d’importantes recherches ont été consacrées à l’étude du potentiel des allogreffes que l’on croyait autrefois impropres à la transplantation, c’est-à-dire les donneurs à critères élargis (ECD). Ces allogreffes peuvent être considérées comme ECD pour un ensemble de raisons, notamment une qualité douteuse, une mauvaise fonction, une infection, un traumatisme, des périodes ischémiques prolongées chaudes ou froides et un âge avancéde 1 et 2 ans. Dans certains cas, lorsque ces poumons conviennent à une transplantation immédiate3, il est souvent avantageux pour les prestataires et les receveurs d’évaluer ces poumons pendant une période supplémentaire afin de déterminer s’ils conviennent à la transplantation. La perfusion pulmonaire ex vivo (EVLP) est une technologie qui permet une évaluation approfondie des allogreffes pulmonaires potentielles dans un circuit fermé à l’extérieur du donneur 2,4,5,6,7, offrant au fournisseur de greffe la possibilité de déterminer l’adéquation de la transplantation. L’EVLP a montré sa capacité à évaluer correctement les organes du donneur 8,9,10,11, à diminuer les effets des lésions de reperfusion ischémique (IRI)12,13 et à augmenter le nombre de donneurs14,15, faisant ainsi de la transplantation pulmonaire un traitement plus accessible à tous.

En général, un système EVLP est un système fermé avec un circuit ventilatoire (réalisé en connectant un ventilateur à la trachée pour introduire de l’air dans le système) et un circuit vasculaire (réalisé en connectant l’oreillette gauche (LA) à l’artère pulmonaire (PA) avec une tubulure)7. Le circuit vasculaire est doté d’un perfusat qui traverse la tubulure pour fournir aux poumons les nutriments et l’oxygène essentiels tout en limitant le temps ischémique à froid (CIT)5,8,16,17. Cette solution est soit à base de sang (c’est-à-dire via l’ajout de concentrés de globules rouges (PRBC))16,17, soit à base acellulaire (c’est-à-dire sans PRBC)4,5. Cependant, l’utilisation des PRBC présente plusieurs inconvénients notables. Si vous utilisez des PRBC provenant de donneurs décédés d’un traumatisme ou de donneurs en état de mort cérébrale (BDD), ces fluides contiennent souvent de grandes quantités de cytokines inflammatoires, ce qui peut augmenter les dommages cellulaires pendant l’EVLP ainsi que les niveaux d’hémoglobine libre (Hb), d’hème, de fer et de fragments cellulaires qui causent des dommages supplémentaires aux cellules18,19. De plus, comme ces donneurs sont souvent multi-organes, le prélèvement de CBRP avant l’acquisition pourrait entraîner une diminution du volume sanguin chez le donneur et, par conséquent, une augmentation de l’ischémie de tous les organes. S’ils utilisent des PRBC provenant d’une autre source, les prestataires pourraient faire face à des pénuries de sang, car il s’agit d’un matériau rare en soi20,21. Enfin, les PRBC sont sujets à la lyse mécanique sur le circuit EVLP quelle que soit leur source, libérant de l’Hb et d’autres composants qui contribuent aux dommages cellulaires.

Ainsi, pour de nombreuses raisons, il pourrait être avantageux d’utiliser un substitut artificiel des globules rouges, c’est-à-dire des transporteurs d’oxygène à base d’hémoglobine (HBOC), comme supplément de perfusate. L’hémoglobine humaine polymérisée (PolyhHb) est un HBOC particulièrement prometteur. PolyhHb est synthétisé à partir d’Hb purifiée à partir de PRBC périmés qui ont été jugés inaptes à la transfusion immédiate22. Ils se sont révélés être des substituts sanguins viables dans le choc hémorragique23 et la transplantation24 et peuvent être produits en grandes quantités22. Cependant, l’adoption à grande échelle de PolyhHb n’a pas été couronnée de succès en raison de complications imprévues telles que la vasoconstriction, l’augmentation de la pression artérielle et l’arrêt cardiaque23,25. Les raisons de ces résultats étaient probablement dues à la présence d’Hb acellulaire ou de polymères Hb de faible poids moléculaire (< 500 kDa) dans la solution PolyhHb, car ils ont une propension à extravaser dans l’espace tissulaire, ce qui a entraîné une diminution de la disponibilité de l’oxyde nitrique, une vasoconstriction ultérieure, une hypertension systémique et, finalement, des lésions tissulaires oxydatives26,27. Pour améliorer ces problèmes, le laboratoire Palmer a travaillé à la mise au point d’un PolyhHb de nouvelle génération qui contient un minimum d’espèces à faible MW et d’Hb acellulaire, qui a démontré des caractéristiques biophysiques améliorées et des réponses in vivo 22,28,29,30. Plusieurs études de transfusion chez l’animal ont montré que si les polymères d’Hb de faible poids moléculaire sont éliminés du HBOC, la vasoconstriction, l’hypertension systémique et les dommages oxydatifs peuvent être atténués 28,29,31,32,33,34,35. Par conséquent, ce PolyhHb de nouvelle génération est un candidat prometteur pour le perfusat.

Ici, nous décrivons l’application d’un PolyhHb de nouvelle génération à utiliser dans un perfusat et le protocole par lequel cette solution de perfusion peut être testée dans un modèle d’EVLP de rat. L’objectif de cette étude est de fournir à la communauté de la transplantation pulmonaire des informations clés pour concevoir et développer de nouvelles solutions de perfusion, ainsi que de fournir des protocoles pour les tester dans des modèles de transplantation translationnelle cliniquement pertinents.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Des rats Sprague-Dawley (300 g de poids corporel) ont été obtenus commercialement et hébergés dans des conditions exemptes d’agents pathogènes à l’établissement vétérinaire du Wexner Medical Center de l’Université d’État de l’Ohio. Toutes les procédures ont été effectuées sans cruauté conformément au Guide for the Humane Care and Use of Laboratory Animals du NIH et au National Research Council et avec l’approbation du Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université d’État de l’Ohio (protocole IACUC 2023A00000071).

1. Synthèse et purification de polyhHb

REMARQUE : La production et la synthèse du matériel PolyhHb qui a été utilisé pour les expériences EVLP suivantes ont été initialement publiées par Cuddington et al. en 202022. Veuillez vous référer à ce travail pour des schémas approfondis et une analyse de la synthèse de PolyhHb. Ce qui suit est un résumé de la synthèse et de la purification de PolyhHb à l’échelle pilote et de sa préparation ultérieure en tant que perfusat.

  1. Lavage, lyse et purification de l’Hb par RBC
    1. Procurez-vous 18 unités de PRBC humains périmés et versez-les dans un récipient de filtration de 20 L, diluez avec une solution saline à 0,9 % en poids jusqu’à obtenir un hématocrite final de 22 % (figures 1B et C).
    2. Effectuez six échanges de volume du système (diacycles) sur un module de filtration à flux tangentiel (TFF) en polyéthylène-sulfone modifié (mPES) de 0,65 μm avec 0,9 % en poids de solution saline sur la solution de globules rouges. REMARQUE : Le but de cette étape de lavage est d’éliminer les globules rouges endommagés, les fragments de membrane et autres matériaux extracellulaires avant l’hémolyse (Figure 1B, C).
    3. Lyser la solution de globules rouges avec 10 L de tampon phosphate (PB, 3,75 mM, pH 7,4) pendant 1 h à 4 °C en agitant constamment.
    4. Éliminer les fragments de membrane lysée et les autres agrégats en filtrant la solution sur un module TFF de 500 kDa et en recueillant le perméat dans la cuve du réacteur discontinu de 30 L (figure 1A-C).
    5. Une fois que 480 g de Hb sont dans le réacteur, ajoutez une charge de sel pour convertir le PB en solution saline tamponnée au phosphate (PBS).
    6. Faire recirculer l’Hb à travers un contacteur de gaz alimenté en azote, ainsi que maintenir un espace de tête azoté dans le réacteur, pour désoxygéner la protéine pendant la nuit. Réfrigérer à 14 °C pour limiter la formation de méthémoglobine (metHb).
  2. Polymérisation de l’Hb
    1. Chauffer la solution d’Hb à température physiologique (37 °C) tout en faisant recirculer la solution sur une boucle de contacteur de gaz.
      REMARQUE : L’objectif est de désoxygéner la protéine à un pO2 entre 0 et 10 mmHg pour s’assurer que la majeure partie de l’Hb est à l’état quaternaire tendu (Figure 1A).
    2. Ajoutez 1 g de dithionite de sodium, au besoin, pour assurer une désoxygénation efficace.
    3. Tout en maintenant la boucle de recirculation et en dégazant la solution d’Hb, ajoutez un rapport molaire de 30:1 de glutaraldéhyde (GA) à Hb dilué dans 3 L de PBS désoxygéné (pH 7,4).
    4. Ajouter la solution à la cuve du réacteur pendant 3 h avec une heure supplémentaire de temps de réaction.
    5. Éteindre la réaction de réticulation avec un rapport molaire de 7:1 de cyanoborohydrure de sodium à GA, dilué dans 3 L de PBS (pH 7,4). Ajouter au réacteur pendant plus de 10 min.
    6. Réfrigérer le réacteur à 14 °C pendant la nuit.
  3. Purification polyhHb
    1. Pompez le contenu du réacteur dans une cuve de filtration de 10 L et commencez à circuler à travers un module TFF en polyéthylène-sulfone (PES) de 0,2 μm (étape 1). Cette étape permettra d’éliminer les gros agrégats et les contaminants indésirables.
    2. Introduisez le perméat dans un récipient de filtration secondaire de 10 L qui circulera sur un module TFF en polysulfone (PS) de 500 kDa (étape 2) une fois plein. Continuez jusqu’à ce que le réacteur soit vidé (Figure 1B,D).
    3. Une fois le réacteur vidé dans le circuit de purification, commencer l’échange d’excipient à l’étape 1 avec une solution de Ringer lactée modifiée (pH 7,4). Après chaque échange de volume complet, mesurer la concentration en protéines dans le perméat de l’étape 1 à l’aide de la spectroscopie UV-visible.
    4. Lorsque le perméat de l’étape 1 a une concentration inférieure à 1 mg Hb/mL, transférez la solution de Ringer modifiée à l’étape 2. Tout retard à l’étape 1 est un déchet et doit être éliminé de manière appropriée. Au total, assurez-vous que 12 échanges de volumes complets de la solution Ringer’s modifiée sont effectués au cours des deux étapes.
    5. Une fois les diacycles terminés, concentrer le contenu de l’étape 2 à au moins 10 g/dL sur le module TFF de 500 kDa.
    6. Emballer la solution concentrée dans des tubes coniques de 50 mL et conserver à -80 °C jusqu’à utilisation.

2. Formulation de perfusat

  1. Préparez le perfusat jusqu’à ce qu’il consomme 165 ml. Diluer PolyhHb à une concentration finale de 3,7 g/dL avec le E Medium de William.
  2. Ajouter de l’albumine sérique humaine (HSA) à une concentration finale de 3 % de HSA en poids. Ajouter 1 mL d’héparine à la solution finale.

3. Configuration du circuit de perfusion pulmonaire ex vivo

  1. Placez le perfusate de PolyhHb dans le réservoir du circuit EVLP et allumez le bain d’eau chaude à 37 °C. Assurez-vous que le perfusat circule dans le circuit en allumant les pompes à rouleaux.
  2. Connectez le gaz de désoxygénation (c’est-à-dire 6 % O2, 8 % CO2, 84 % N2) à l’oxygénateur à fibres creuses pour désoxygéner le perfusat. Ceci est fait pour évaluer la capacité du poumon à oxygéner le perfusat.
  3. Ouvrez le logiciel d’acquisition de données sur un ordinateur à proximité. Assurez-vous que la pression artérielle pulmonaire, la pression différentielle trachéale, la pression différentielle du débit respiratoire, le poids pulmonaire et les transducteurs de vitesse de la pompe sont connectés à la fois au circuit et au boîtier du convertisseur de données.
  4. Assurez-vous qu’il n’y a pas de fuites dans tout le système en examinant attentivement tous les raccords des tubes et que de l’eau chaude circule dans tout le système (figure 2). Appuyez sur Exécuter sur le logiciel d’acquisition de données pour vous assurer que tous les transducteurs de pression fonctionnent. Une fois que le système fonctionne correctement, éteignez les pompes à rouleaux.

4. Obtention d’un bloc pulmonaire de rat donneur

  1. Installez la table d’opération et disposez les instruments (Figure 3). Autoclave tous les instruments à 121 °C pendant 30 min.
  2. Préparez 1200 U/kg d’héparine, un mélange de kétamine/xylazine pour l’anesthésique (60 mg/kg de kétamine et 5 mg/kg), ainsi que des sutures en soie de 5 à 10 cm de long (3-0 ou 4-0).
  3. Injecter une solution de kétamine/xylazine par voie intrapéritonéale chez le rat. Attendez 5 à 10 minutes pour que l’avion anesthésique se développe. Pour assurer un niveau d’anesthésie approprié, pincez le rat du pied pour provoquer une réaction. S’il n’y a pas de réaction, le niveau d’anesthésie approprié a été atteint.
  4. Rasez l’abdomen du rat et placez le rat en position couchée sur la planche chirurgicale. Nettoyez l’abdomen avec de la povidone iodée et de l’éthanol à 70 %. Placez une pommade ophtalmique sous les yeux du rat pour éviter la sécheresse.
  5. Déplacez le rat sur la planche chirurgicale et fixez-le en place (Figure 4A). Allumez le logiciel d’acquisition de données et commencez l’enregistrement. Allumez le ventilateur à 4 mL/kg et assurez-vous que la pression expiratoire positive (PEP) est d’environ 2 cm/H2O.
    REMARQUE : Ces paramètres initiaux sont spécifiques à l’expérience. Il appartient à tous les chercheurs de déterminer les meilleures stratégies ventilatoires pour des expériences individuelles.
  6. Une fois que la profondeur anesthésique appropriée est atteinte, effectuez une laparotomie médiane du processus xiphoïde à la symphyse pubienne à l’aide d’une paire de ciseaux. Ensuite, effectuez une rotation viscérale médiale-latérale et visualisez la veine cave inférieure infra-hépatique à l’aide d’un instrument contondant (IVC)36,37,38 (Figure 4B). Injectez de l’héparine dans la VCI à l’aide d’une aiguille de 20 G (Figure 4C).
  7. Portez votre attention sur le cou et coupez la peau de l’encoche sternale jusqu’à juste en dessous de l’angle de la mandibule avec une paire de ciseaux. Ensuite, commencez à disséquer vers la trachée (Figure 5A).
  8. Dans le cou, disséquez brusquement les muscles de la sangle nécessaires pour exposer la trachée (Figure 5B). Faites une incision transversale avec une paire de ciseaux sur la trachée antérieure entre les anneaux cartilagineux assez grands pour le tube endotrachéal (TE) (plusieurs millimètres), mais ne coupez pas la partie postérieure de la trachée. Placez une suture en soie 5-0 autour de la trachée (Figure 5C).
  9. Insérez le tube endotrachéal et fixez-le en place avec la suture en soie 5-0 susmentionnée (Figure 5D). Connectez le tube ET au ventilateur et assurez-vous d’une bonne élévation de la poitrine.
  10. Effectuez une sternotomie médiane et pénétrez à nouveau dans la cavité thoracique à l’aide de ciseaux. Placez les écarteurs de la paroi thoracique pour exposer le cœur et les poumons (figure 6A). Évitez toute manipulation par inadvertance des poumons, car ils sont incroyablement friables.
  11. Retirez le thymus du médiastin antérieur par une combinaison de dissection tranchante (ciseaux) et émoussée. Veillez à ne pas endommager les gros vaisseaux ou les poumons.
  12. Identifier l’artère pulmonaire (AP ; Graphique 6B) et placez une suture en soie 5-0 autour de celle-ci pour préparer la canulation (Figure 6C). En raison de l’anatomie microscopique des gros vaisseaux du rat, il est souvent plus facile de placer la suture autour de l’AP et de l’aorte en même temps.
  13. Faites une incision de 2 à 3 mm dans la voie d’écoulement ventriculaire droite (RVOT) à l’aide d’une paire de ciseaux (Figure 6D-E) pour placer la canule artérielle à l’intérieur de l’AP et fixez-la en place avec la suture 5-0 décrite une étape plus tôt (Figure 6F).
  14. Faites une incision de 5 mm dans le ventricule gauche (VG) ainsi qu’une VCI infra-hépatique à l’aide d’une paire de ciseaux pour euthanasier le rat. Connectez rapidement le liquide de préservation pulmonaire à la canule artérielle pour rincer les poumons par gravité avec environ 20 ml (Figure 7A-B). Assurez-vous que le liquide de préservation pulmonaire est désaéré avant de le connecter à la canule artérielle, car les embolies gazeuses sont très dommageables pour les poumons.
  15. Connectez la canule artérielle au circuit EVLP. Allumez la pompe à rouleau et laissez une petite quantité de perfusat s’écouler dans le poumon et sortir du ventricule gauche dans la cavité thoracique. Une fois que le perfusat commence à s’écouler de l’oreillette gauche, éteignez la pompe à rouleaux (Figure 7C). Tout en laissant le perfusat s’écouler, assurez-vous que la pression du PA n’augmente pas, ce qui indiquerait un blocage ou un placement incorrect.
  16. Placez de petites pinces dans le VG et étirez doucement l’anneau de la valve mitrale, ce qui permettra l’introduction de la canule de l’oreillette gauche (LA) (Figure 8A). Placez une cravate de soie 5-0 autour du cœur et attachez-la sans serrer (Figure 8B).
  17. Insérez la canule LA dans le VG et avancez la canule LA jusqu’à ce qu’elle soit visible dans l’oreillette. Terminez de fixer le LA avec la suture 5-0 pré-nouée (Figure 8C).
  18. Identifiez l’œsophage et clampez-le avec un hémostat le plus près possible du diaphragme. Coupez l’œsophage sous l’hémostat pour vous assurer qu’il n’y a pas de débordement dans la cavité thoracique (figure 9A).
  19. En utilisant la colonne vertébrale comme guide, coupez toutes les attaches ligamentaires reliant le bloc cœur-poumon aux structures environnantes à l’aide d’une paire de ciseaux (Figure 9B). Une fois que le bloc cœur-poumon est librement mobile, disséquez la trachée à partir du cou et enfin coupez la trachée au-dessus du tube ET à l’aide d’une paire de ciseaux pour libérer le bloc cœur-poumon (Figure 9C).
  20. Déplacez le bloc cœur-poumon vers la gaine thoracique à l’intérieur du circuit EVLP et fixez la canule LA au circuit EVLP (Figure 9D). Allumez la pompe à rouleaux et connectez le moniteur de ventilation.
  21. Vérifiez le piège à bulles pour vous assurer qu’aucune embolie gazeuse n’est introduite dans le système.
  22. Modifiez lentement les paramètres de ventilation et de perfusion aux niveaux expérimentaux souhaités pendant les 15 premières minutes 36,37,38. De plus, pendant cette phase initiale de montée en puissance, augmentez le débit de perfusion au débit et/ou à la pression souhaités.
  23. Aux moments désignés par l’expérience, vérifiez les niveaux de gaz perfusats ainsi que les tests de la fonction respiratoire.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

La validation de notre perfusat à base de PolyhHb, et de surcroît, la stabilité de ce perfusat sur plusieurs heures, sont démontrées à la figure 10. Au cours de la première 1 h, tous les perfusats testés (PolyhHb, témoin (Williams Media + 5 % HSA), à base de GR) ont montré une légère diminution de LA pO2 (Post pO2). Cependant, le perfusat à base de globules rouges a montré une diminution significative à 1 h par rapport à PolyhHb (p < 0,05). Lorsqu’ils ont été testés ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Le développement et la mise à l’essai de solutions de perfusion sont une entreprise novatrice dans laquelle de nombreuses personnes se lancent dans le monde entier. Traditionnellement, les perfusats standard offrent la capacité de suspendre le temps ischémique et d’atténuer les lésions associées à l’ischémie, ainsi qu’à la reperfusion18. Cependant, la prochaine évolution de l’EVLP consiste à améliorer la technologie actuelle du perfusat ainsi qu’à incorporer des

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Pour le matériel présenté dans ce travail, A.F.P., A.G. et C.C. sont des inventeurs sur la demande de brevet américain PCT/US2022/041743. A.F.P., C.C., B.A.W. et S.M.B. sont des inventeurs sur la demande de brevet américain PCT/US2023/017765.

Remerciements

Cette recherche a été généreusement financée par le Jewel and Frank Benson Family Endowment et la Jewel and Frank Benson Research Professorship. B.A.W. est partiellement soutenu par des subventions des National Institutes of Health (NIH) R01HL143000. A.F.P. est soutenu par les subventions des NIH R01HL126945, R01EB021926, R01HL131720 et R01HL138116 et les subventions du US Army Medical Research and Materiel Command W81XWH1810059. S.M.B. est soutenu par le NIH R01 DK123475.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Seringue à insuline de 10 cc 29 G x 1/2" aiguilleB-D309301
30 L Bioréacteur en verreAce Glass
30g AiguilleMedBD-305106
Baytril (enrofloxacine) Comprimés antibactériensElancoNA
Chlorure de calcium dihydraté (CaCl2.2H2O)Sigma Aldrich10035-04-8en lactate de Ringer
modifié type 672Harvard Apparatus731747
Connect kit D150Cole-Parmer  ; VK 73-3763
Dumont #5 ForcepsFine Science tools11252-50
Dumont Medical #5/45 Pince - Angulaire 45° ;Outils de science fine11253-25
Ecoline Star Edition 003, E100 Chauffe-eauLaudaLCK 1879
Leucocyter humain expiré, unités de RBC emballéesWexner Medical Center
Canadian Blood Services
Zen-Bio Inc
Fiberoxygenator D150Hugo Sachs ElektronikPY2 73-3762
ForcepsOutils de sciencefine11027-12
Glutaraldéhyde (C5H8O2 70 % en poids)Sigma Aldrich111-30-8 (G7776)
Halsted-Mosquito HemostatRoboz SurgicalRS-7112
Héparine 30 000 unités par 30 mlAPP Pharmaceuticals
Albumine sérique humaine (HSA)OctaPharma PlasmaAdditif
de perfusat IL2 Ensemble de tubes pour perfusatAppareil de Harvard733842
IPL-2 Système de perfusion pulmonaire de baseAppareil
Kétamine 500 mg par 5 mlJHP Pharmaceuticals
gaucheAppareil de Harvard730712
Liqui-Cel EXF Series G420 Contacteur à membrane3MG420contacteur de gaz
solution de glucose à faible teneur en potassium et dextran (perfadex)XVIVOrinçant le poumon
Tubulure enduite de platine Masterflex(Taille : 73,17,16,24)Cole-Palmer
N-Acétyl-L-cystéine (NALC, C5H9NO3S)Sigma Aldrich616-91-1 (A7250)nalgéniques de lactate de Ringer modifiés
( 10L, 20L)NalgeneRécipients
de filtration Pompe péristaltique  ; Ismatec  ; ISM 827B
PES, 0,65 & micro ; m module TFFRepligenN02-E65U-07-N
PhysioSuiteKent Scientific CorporationPS-MSTAT-RT
polyéthersulfone (PES), 0.2 µ ; m Module TFFRepligenN02-S20U-05-N
Polysulfone (PS), 500 kDa Module TFFRepligenN02-P500-05-N
Chlorure de potassium (KCl)Fisher Scientific7447-40-7Pour PBS
PowerLab 8/35  ; ADInstruments730045
Canule de l’artère pulmonaireHarvard Apparatus730710
Tube de tête de pompe (Taille : 73,17,16,24)PharMed BPT
Puralube  ; Pommade ophtalmiqueDechraNA
Ciseauxpour les sciences fines14090-11
SCP Servocontrôleur pour perfusion type 704Appareil Harvard732806
Ventilateur pour petits animaux modèle 683Appareil Harvard55-000
Chlorure de sodium (NaCl)Fisher Scientific7647-14-5 (S271-10)Pour PBS et solution saline
Cyanoborohydrure de sodium (NaCNBH3)Sigma Aldrich25895-60-7
Dithionite de sodium (Na2S2O4)Sigma Aldrich7775-14-6
Hydroxyde de sodium (NaOH)Fisher Scientific1310-73-2Pour le lactate de Ringer modifié
Lactate de sodium (NaC3H5O3)Sigma Aldrich867-56-1Pour le lactate de Ringer modifié
Phosphate de sodium dibasique (Na2HPO4)Fisher Scientific7558-79-4Pour le
phosphate de sodium monobasique PBS (NaH2PO4)Fisher Scientific7558-80-7Pour
PBS SomnoSuite Système d’anesthésie pour petits animauxKent Scientific CorporationSS-MVG-Module
Sprague-Dawley ratsEnvigo
TAM-A Module amplificateur de transducteur type 705/1Harvard Apparatus73-0065
Amplificateur de transducteur TAM-D type 705/2Harvard Apparatus  ; 73-1793
Module de contrôle du temps TCM type 686Appareil Harvard731750
Canule trachéaleAppareil Harvard733557
Ensemble de tubes pour chambre humideAppareil Harvard  ; 73V83157
Cassette de tubeCole-ParmerIS 0649
Pince à épiler #5 DumostarKent Scientific Corporation  ; INS500085-A
Pince à épiler #5 en acier inoxydable, incurvéeKent Scientific CorporationIND500232
Pince à épiler #7 en titaneKent Scientific Corporation  ;
Tygon E-3603 Tubulure 2,4 mm IDAppareil de Harvard721017ligne de perfusat entrant dans le poumon
Tygon E-3603 Tubulure 3,2 mm IDAppareil de Harvard721019ligne de perfusat sortant du poumon
Vannas-Tübingen Ciseaux à ressortOutils de science fine 15008-08
Module de commande de ventilateur VCM type 681Appareil de Harvard731741
William’s E MediaGibco, ThermoFisher ScientificA12176-01Additif de perfusate
Xylazine 100 mg par 1 mlAkorn
Pour amplificateur de pont de fréquence porteuse CFBA de Harvard Canule de l’oreillette Solution Pour les vaisseaux Outils INS600187

Références

  1. Valapour, M., et al. OPTN/SRTR 2021 annual data report: Lung. Am J Transplant. 23, 2 Suppl 1 S379-S442 (2023).
  2. Gouchoe, D. A., et al. Ex vivo lung perfusion in donation after circulatory death: A post hoc analysis of the normothermic Ex Vivo lung perfusion as an assessment of extended/marginal donors lungs trial. J Thorac Cardiovasc Surg. , 10.1016/j.jtcvs.2024.03.011 (2024).
  3. Bobba, C. M., et al. Trends in donation after circulatory death in lung transplantation in the United States: Impact of era. Transpl Int. 35, 10172(2022).
  4. Steen, S., et al. Transplantation of lungs from a non-heart-beating donor. Lancet. 357 (9259), 825-829 (2001).
  5. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. N Engl J Med. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  6. Cypel, M., Neyrinck, A., Machuca, T. N. Ex vivo perfusion techniques: state of the art and potential applications. Intens Care Med. 45 (3), 354-356 (2019).
  7. Gouchoe, D. A., et al. XPS™ Jensen lung as a low-cost, high-fidelity training adjunct to ex-vivo lung perfusion. Artif Organs. , 10.1111/aor.14623 (2023).
  8. Van Raemdonck, D., Rega, F., Rex, S., Neyrinck, A. Machine perfusion of thoracic organs. J Thorac Dis. 10, Suppl 8 S910-S923 (2018).
  9. Andreasson, A. S., Dark, J. H., Fisher, A. J. Ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation--state of the art. Eur J Cardiothorac Surg. 46 (5), 779-788 (2014).
  10. Ahmad, K., Pluhacek, J. L., Brown, A. W. Ex vivo lung perfusion: A review of current and future application in lung transplantation. Pulm Ther. 8 (2), 149-165 (2022).
  11. Kim, J. L., et al. Biometric profiling to quantify lung injury through ex vivo lung perfusion following warm ischemia. Asaio j. 69 (8), e368-e375 (2023).
  12. Jeon, J. E., et al. Acellular ex vivo lung perfusate silences pro-inflammatory signaling in human lung endothelial and epithelial cells. J Transl Med. 21 (1), 729(2023).
  13. Baciu, C., et al. Altered purine metabolism at reperfusion affects clinical outcome in lung transplantation. Thorax. 78 (3), 249-257 (2023).
  14. Peel, J. K., et al. Evaluating the impact of ex vivo lung perfusion on organ transplantation: A retrospective cohort study. Ann Surg. 278 (2), 288-296 (2023).
  15. Peel, J. K., et al. Determining the impact of ex vivo lung perfusion on hospital costs for lung transplantation: A retrospective cohort study. J Heart Lung Transpl. 42 (3), 356-367 (2023).
  16. Warnecke, G., et al. Normothermic ex vivo preservation with the portable Organ Care System Lung device for bilateral lung transplantation (INSPIRE): a randomised, open-label, non-inferiority, phase 3 study. Lancet Respir Med. 6 (5), 357-367 (2018).
  17. Loor, G., et al. Portable normothermic ex vivo lung perfusion, ventilation, and functional assessment with the Organ Care System on donor lung use for transplantation from extended-criteria donors (EXPAND): a single-arm, pivotal trial. Lancet Resp Med. 7 (11), 975-984 (2019).
  18. Loor, G., et al. Prolonged EVLP using OCS lung: Cellular and acellular perfusates. Transplantation. 101 (10), 2303-2311 (2017).
  19. Bansal, S., Biswas, G., Avadhani, N. G. Mitochondria-targeted heme oxygenase-1 induces oxidative stress and mitochondrial dysfunction in macrophages, kidney fibroblasts and in chronic alcohol hepatotoxicity. Redox Biol. 2, 273-283 (2014).
  20. Park, S., et al. Initial investigation on the feasibility of porcine red blood cells from genetically modified pigs as an alternative to human red blood cells for transfusion. Front Immunol. 14, 1298035(2023).
  21. Ellingson, K. D., et al. Continued decline in blood collection and transfusion in the United States-2015. Transfusion. 57, Suppl 2 1588-1598 (2017).
  22. Cuddington, C. T., et al. Pilot scale production and characterization of next generation high molecular weight and tense quaternary state polymerized human hemoglobin. Biotechnol Bioeng. 119 (12), 3447-3461 (2022).
  23. Moore, E. E., et al. Human polymerized hemoglobin for the treatment of hemorrhagic shock when blood is unavailable: the USA multicenter trial. J Am Coll Surg. 208 (1), 1-13 (2009).
  24. Shonaka, T., et al. Impact of human-derived hemoglobin based oxygen vesicles as a machine perfusion solution for liver donation after cardiac death in a pig model. PLoS One. 14 (12), e0226183(2019).
  25. Chen, G., Palmer, A. F. Hemoglobin-based oxygen carrier and convection enhanced oxygen transport in a hollow fiber bioreactor. Biotechnol Bioeng. 102 (6), 1603-1612 (2009).
  26. Bucci, E., Kwansa, H., Koehler, R. C., Matheson, B. Development of zero-link polymers of hemoglobin, which do not extravasate and do not induce pressure increases upon infusion. Artif Cells Blood Substit Immobil Biotechnol. 35 (1), 11-18 (2007).
  27. Schaer, C. A., et al. Haptoglobin preserves vascular nitric oxide signaling during hemolysis. Am J Respir Crit Care Med. 193 (10), 1111-1122 (2016).
  28. Muller, C. R., et al. Safety and efficacy of human polymerized hemoglobin on guinea pig resuscitation from hemorrhagic shock. Sci Rep. 12 (1), 20480(2022).
  29. Greenfield, A., et al. Biophysical analysis and preclinical pharmacokinetics-pharmacodynamics of tangential flow filtration fractionated polymerized human hemoglobin as a red blood cell substitute. Biomacromolecules. 24 (4), 1855-1870 (2023).
  30. Cuddington, C., et al. Polymerized human hemoglobin-based oxygen carrier preserves lung allograft function during normothermic ex vivo lung perfusion. Asaio j. , 10.1097/mat.0000000000002118 (2024).
  31. Cabrales, P., et al. Effects of the molecular mass of tense-state polymerized bovine hemoglobin on blood pressure and vasoconstriction. J Appl Physiol. 107 (5), 1548-1558 (2009).
  32. Baek, J. H., et al. Down selection of polymerized bovine hemoglobins for use as oxygen releasing therapeutics in a guinea pig model. Toxicol Sci. 127 (2), 567-581 (2012).
  33. Williams, A. T., et al. Resuscitation from hemorrhagic shock with fresh and stored blood and polymerized hemoglobin. Shock. 54 (4), 464-473 (2020).
  34. Muller, C. R., et al. Resuscitation from hemorrhagic shock after traumatic brain injury with polymerized hemoglobin. Sci Rep. 11 (1), 2509(2021).
  35. Lamb, D. R., et al. The molecular size of bioengineered oxygen carriers determines tissue oxygenation in a hypercholesterolemia guinea pig model of hemorrhagic shock and resuscitation. Mol Pharm. 20 (11), 5739-5752 (2023).
  36. Bobba, C. M., et al. A novel negative pressure-flow waveform to ventilate lungs for normothermic ex vivo lung perfusion. Asaio j. 67 (1), 96-103 (2021).
  37. Nelson, K., et al. Method of isolated ex vivo lung perfusion in a rat model: lessons learned from developing a rat EVLP program. J Vis Exp. (96), e52309(2015).
  38. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World J Exp Med. 4 (2), 7-15 (2014).
  39. Wong, A., et al. Potential therapeutic targets for lung repair during human ex vivo lung perfusion. Eur Respir J. 55 (4), 1902222(2020).
  40. Machuca, T. N., et al. The role of the endothelin-1 pathway as a biomarker for donor lung assessment in clinical ex vivo lung perfusion. J Heart Lung Transpl. 34 (6), 849-857 (2015).
  41. Gouchoe, D. A., et al. Mitsugumin 53 Mitigation of ischemia reperfusion injury in a mouse model. J Thorac Cardiovasc Surg. 10, 10.1016/j.jtcvs.2023.08.005 (2023).
  42. Gouchoe, D. A., Whitson, B. A., Zhu, H. The next frontier in lung transplantation: Protecting the endothelium and repairing organs for transplant utilizing MG53. Clin Transl Dis. 3 (6), e255(2023).
  43. Gouchoe, D. A., et al. MG53 mitigates warm ischemic lung injury in a murine model of transplantation. J Thorac Cardiovasc Surg. , 10.1016/j.jtcvs.2023.10.056 (2023).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Explorer plus d’articles

Transporteur d'oxygèneTransplantation pulmonaireSolution de perfusionŒdème pulmonaireModèle de VPEL de ratRésistance vasculaire pulmonaireCompliance pulmonairePerfusat à base d'hémoglobine
Exploration de solutions de perfusion alternatives à l’aide de transporteurs d’oxygène polymérisés à base d’hémoglobine de nouvelle génération dans un modèle de perfusion pulmonaire ex vivo chez le rat
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.