Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Ancrage d’un testicule tordu : un modèle chez le rat d’ischémie-reperfusion Lésion du testicule

649 vues

⸱

DOI :

10.3791/67181

⸱

14 novembre 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physiology, Ladoke Akintola University of Technology, 2Department of Anaesthesia, Afe Babalola University, 3Department of Pharmacology, Bowen University, 4Reproductive Biology and Toxicology Research Laboratory, Oasis of Grace Hospital

Dans cet article

Résumé

Cet article décrit une procédure étape par étape pour créer un modèle d’ischémie/reperfusion testiculaire pour la production d’un modèle reproductible de torsion testiculaire dans l’étude des mécanismes pathologiques des lésions d’ischémie-reperfusion dans le testicule.

Résumé

Les lésions d’ischémie-reperfusion (IR) sont associées à plusieurs pathologies, dont les lésions testiculaires. Les modèles animaux antérieurs de l’IR testiculaire, qui consiste à tordre le cordon spermatique pour obtenir une ischémie, sont confrontés à de nombreuses difficultés techniques qui entraînent l’incapacité de reproduire le modèle de manière cohérente. Par conséquent, nous présentons une méthode simple pour induire l’IR testiculaire dans un modèle de rat qui peut facilement être reproduite.

Cette méthode implique la séparation du gubernaculum du testicule, la création d’une poche scrotale, la torsion du testicule à 720° dans le sens des aiguilles d’une montre à son pôle inférieur et l’ancrage du testicule à la base du scrotum. Ce modèle resserre efficacement les vaisseaux testiculaires et induit une ischémie testiculaire. Après 1 h d’ischémie, le point d’ancrage est retiré et le testicule détordu. Le cordon et les récipients qui l’accompagnent sont inspectés pour s’assurer qu’ils sont perméables. Après l’IR, le testicule est prélevé et sectionné pour une évaluation histopathologique.

L’histologie testiculaire a été examinée pour détecter des lésions hémorragiques focales, une congestion vasculaire, un élargissement de l’espace interstitiel et une infiltration de cellules inflammatoires. De plus, des marqueurs de stress oxydatif (malondialdéhyde, glutathion réduit, catalase et superoxyde dismutase), d’inflammation (MPO, TNF-α, IL-1β) et d’apoptose (expression de la caspase 3) ont été dosés. Cette méthode fournit un modèle plus simple et facilement reproductible pour étudier la physiopathologie des lésions testiculaires IR. Plus encore, ce modèle ouvre une fenêtre pour explorer des agents thérapeutiques potentiels dans la gestion des lésions IR testiculaires.

Introduction

La torsion du testicule (TT) est une urgence urologique aiguë dans laquelle le cordon spermatique, ainsi que les vaisseaux qui l’accompagnent, se tordent, entraînant une ischémie du testicule. Il se caractérise par de graves douleurs abdominales, des nausées et des vomissements1. L’ischémie, si elle n’est pas résolue par une détorsion opportune, entraîne une nécrose et une perte du testicule concerné2. Cependant, une intervention chirurgicale opportune par détorsion et restauration du flux sanguin vers le testicule entraîne une lésion d’ischémie-reperfusion (IRI), ce qui entraîne une perturbation histologique et biochimique du testicule et de ses fonctions 3,4.

Les modèles animaux de TT ont été largement utilisés pour étudier les mécanismes de l’IRI, qui résulte invariablement des tentatives visant à empêcher le TT de progresser vers la nécrose 5,6. Il existe deux modèles de TT, le serrage du cordon spermatique et la torsion du cordon. Les deux sont réalisés dans des conditions stériles et sous anesthésie adéquate. Les agents anesthésiques couramment utilisés comprennent la kétamine seule ou en combinaison avec la xylazine7. D’autres agents anesthésiques couramment utilisés sont l’uréthane et le thiopental sodique, généralement administrés par voie intrapéritonéale7. Néanmoins, les deux modèles ont leurs limites.

Bien que le clampage direct de l’artère testiculaire à l’aide de clips microvasculaires 8,9 ait été utilisé comme moyen d’induire une ischémie pendant une durée déterminée (généralement 1 h) avant l’induction de la reperfusion par le retrait des pinces, la méthode n’imite pas avec précision l’aspect clinique de la torsion du testicule10. De plus, bien que la torsion chirurgicale du cordon spermatique pour obtenir une ischémie11,12 soit plus représentative de la présentation clinique, elle est semée de nombreuses difficultés techniques qui n’ont pas été abordées par les courtes descriptions rencontrées dans la section méthodes des articles sur le sujet.

Une difficulté technique évidente souvent rencontrée a été celle de revenir et d’ancrer le testicule au plancher du scrotum pour éviter la détorsion pendant la période d’ischémie. Alors que certains investigateurs ne mentionnent pas l’ancrage du testicule à la paroi scrotale13,14, d’autres prescrivent l’ancrage du testicule à la paroi scrotale en y cousant la tunique albuginée 15,16,17. Les descriptions du processus d’ancrage du testicule à la paroi scrotale ont, dans l’ensemble, été très brèves et non explicites 7,18. Les tentatives de reproduction des procédures décrites dans les sections méthodologiques des articles précédents se sont donc heurtées à de sérieuses difficultés pratiques, telles que des lésions au testicule par perforation de la tunique albuginée et l’impossibilité de ramener le testicule dans le scrotum sans exercer une pression excessive. De plus, en termes pratiques, le retour du testicule dans le sac scrotal après avoir induit une torsion a été un défi majeur dans nos tentatives d’induire chirurgicalement un TT expérimental. De telles difficultés techniques ont donc entraîné l’incapacité de reproduire de manière cohérente le modèle entre différents chercheurs.

Ainsi, la procédure décrite dans cette étude pour la création d’un modèle de TT chez le rat identifie les difficultés techniques rencontrées dans les modèles précédents et propose des solutions pour y remédier. Ce modèle fournit une technique simple qui est facilement reproductible et imite l’expérience humaine. Le modèle constitue donc un point de départ fiable et reproductible dans l’étude des mécanismes pathologiques découlant de l’IRI.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

L’étude a été approuvée par le Comité d’éthique de la Faculté des sciences médicales fondamentales de l’Université de technologie Ladoke Akintola, Ogbomoso, État d’Oyo, Nigeria (ERCFBMSLAUTECH :033/05/2024). Vingt rats Wistar albinos mâles, âgés de 10 à 12 semaines et pesant 180 ± 10 g ont été utilisés pour cette étude. Ils ont été acclimatés pendant 2 semaines, puis répartis au hasard dans le groupe opéré par placebo (SO) ou le groupe torsion/détorsion (T/D) (n = 10 rats par groupe). Les rats SO ont subi une intervention chirurgicale similaire, tout comme les rats T/D, mais les testicules n’ont pas été tordus ou ancrés pour induire T/D.

1. Préparation préopératoire et anesthésie

  1. Exposez les animaux (groupes SO et T/D) à un jeûne de 12 heures avant la chirurgie.
  2. Le jour de l’opération, anesthésier les animaux (groupes SO et T/D) avec une combinaison de kétamine 50 mg/kg et de xylazine 10 mg/kg par voie intrapéritonéale, et confirmer l’adéquation et la profondeur de l’anesthésie en observant l’absence de réponse des animaux à la pression des coussinets et à la légère stimulation des moustaches.
  3. Rasez les zones scrotale, périnéale et inguinale gauche des animaux (groupes SO et T/D), puis nettoyez-les avec une solution antiseptique d’alcool à brûler et de povidone.

2. Induction de l’ischémie du testicule

  1. Mobilisation du testicule
    1. Exercez doucement une pression vers le bas sur l’abdomen pour pousser le testicule gauche (des groupes SO et T/D) dans le scrotum.
    2. Saisissez fermement le testicule gauche (des groupes SO et T/D) et faites une incision scrotale haute, de ~1,5 cm de longueur, pour exposer le testicule sous-jacent à l’intérieur de la tunique vaginale (TV).
    3. Localisez le pôle inférieur du testicule (des deux groupes SO et T/D), en particulier la queue de l’épididyme, et faites une entaille dans le téléviseur sus-jacent avec de petits ciseaux de dissection.
    4. Placez les ciseaux sous le téléviseur et élargissez-les légèrement pour montrer les deux bords du téléviseur, puis saisissez les bords de chaque côté avec une pince à moustiques incurvée. Cela s’applique à la fois aux groupes SO et T/D.
      REMARQUE : Cette étape est très importante car elle établit un plan tissulaire qui permettra le retour facile du testicule dans le scrotum après l’induction de la torsion.
    5. Étendez l’incision (des groupes SO et T/D) dans le téléviseur de ~0,5 cm.
    6. Exercez une légère pression sur le bas-ventre pour extérioriser le testicule (des groupes SO et T/D).
    7. Pour le groupe T/D uniquement, mobilisez le testicule et identifiez le testicule gubernaculum, puis coupez-le pour détacher le testicule du plancher du scrotum.
      REMARQUE : Cette étape est importante car elle permet de tordre le testicule. Le gubernaculum est identifié comme le ligament qui s’étend de l’extrémité caudale du testicule au canal inguinal et se termine par une expansion en forme de bouton19,20.
    8. Saisissez le testicule (des animaux T/D) à son pôle inférieur (où se trouve la queue de l’épididyme), tournez-le de 720° dans le sens des aiguilles d’une montre et notez l’heure (marquant le début de l’ischémie).
  2. Ancrage du testicule ischémique
    1. Créez une poche scrotale en maintenant le testicule tordu (des animaux T/D) en place et en poussant de longues ciseaux de dissection vers le bas le long du plan tissulaire sous le téléviseur dans le scrotum pour former une poche.
    2. Pour les animaux T/D uniquement, insérez le point d’ancrage en maintenant les ciseaux en place et en insérant un point d’ancrage à l’aide d’une suture chromique 2-0 à partir de l’extérieur du point le plus bas de la poche scrotale créée précédemment. Insérez le point de suture dans le tissu conjonctif sur le pôle inférieur du testicule et ramenez-le dans la poche et à l’extérieur de celle-ci à côté du point d’entrée initial.
    3. Ancrez le testicule à la base du scrotum en tirant le testicule torsé (des animaux T/D) dans le scrotum et en exerçant doucement une traction vers le bas sur les deux extrémités de la suture, puis attachez fermement les deux extrémités de la suture sur la peau du scrotum.
    4. Fermez l’incision scrotale (des animaux SO et T/D) avec une suture continue avec un cordon de bourse à l’aide de chromique 2-0.
      REMARQUE : Ceci est recommandé pour un retrait facile lorsque la reperfusion doit être effectuée.

3. Investigations biochimiques et histopathologiques

REMARQUE : S’assurer que les chercheurs qui effectuent les tests biochimiques et les examens histopathologiques ne respectent pas le protocole de l’étude.

  1. À la fin de la période expérimentale, faites subir aux animaux un jeûne de 12 heures pendant la nuit et euthanasiez-les (50 mg/kg de kétamine et 10 mg/kg de xylazine i.p.).
  2. Retirez et séparez les testicules gauches des structures adhérentes.
  3. Homogénéiser cinq tissus testiculaires sur 10 de chaque groupe dans un tampon d’homogénéisation (0,25 M de saccharose, 0,5 mM d’EDTA, 5 mM d’histidine et PI dissous dans du PBS, pH 7,4), et fixer les cinq tissus testiculaires restants dans la solution de Bouin pour une évaluation histologique.
  4. Faire tourner les homogénats à 10 000 × g pendant 15 min à 4 °C dans une centrifugeuse à froid afin d’obtenir le surnageant pour les analyses biochimiques.
  5. Déterminer l’activité testiculaire de la xanthine oxydase (XO) au moyen d’un test colorimétrique enzymatique à l’aide de kits de laboratoire standard conformément aux directives du fabricant.
  6. Dosage de la teneur testiculaire en malondialdéhyde (MDA) par colorimétrie21.
    1. Détermination de la concentration de peroxydation lipidique à l’aide des substances réactives de l’acide thiobarbiturique (TBARS) produites lors de la peroxydation lipidique
      REMARQUE : Cette méthode est basée sur la réaction entre l’acide 2-thiobarbiturique (ATB) et le malondialdéhyde, un produit final de la peroxydation lipidique. Le chauffage à pH acide donne un complexe chromogène rose (adduit 2-malondialdéhyde [TBS]) dont l’absorbance à 532 nm est mesurée.
      1. Déprotéiniser 200 μL de l’échantillon avec 500 μL d’acide trichloracétique (TCA) et centrifuger à 3 000 tr/min pendant 10 min.
      2. Ajouter 1 mL de TBA à 0,75 % à 0,1 mL de surnageant, faire bouillir au bain-marie pendant 20 min à 100 °C et refroidir avec de l’eau glacée.
      3. Lire l’absorbance de l’échantillon/de l’étalon à 532 nm à l’aide d’un spectrophotomètre contre le blanc. Déterminez la concentration de TBARS générée en extrapolant à partir de la courbe standard.
  7. Analysez les activités testiculaires de la superoxyde dismutase (SOD)22, de la catalase23 et de la glutathion peroxydase (GPx)24 à l’aide de protocoles établis, comme indiqué précédemment.
    1. Détermination de la SOD
      1. Diluez 1 mL de l’échantillon dans 9 mL d’eau distillée pour obtenir une dilution de 1 sur 10. Ajouter 0,2 mL de cet échantillon dilué à 2,5 mL de tampon carbonaté 0,05 M (pH 10,2) pour l’équilibrage du spectrophotomètre.
      2. Démarrez la réaction en ajoutant 0,3 mL d’adrénaline 0,3 mM fraîchement préparée au mélange et mélangez rapidement par inversion.
      3. Dans la cuvette de référence, ajoutez 2,5 mL de tampon, 0,3 mL de substrat (adrénaline) et 0,2 mL d’eau.
      4. Surveiller l’augmentation de l’absorbance toutes les 30 s pendant 150 s à 480 nm.
    2. Dosage de la catalase
      1. Mélanger 1 mL du surnageant de l’homogénat testiculaire avec 19 mL d’eau diluée pour obtenir une dilution de 1:29 de l’échantillon.
      2. Prendre 4 mL de solution de H2O2 (800 μmoles) et 5 mL de tampon phosphate dans une fiole à fond plat de 10 mL.
      3. Mélanger 1 mL de la préparation enzymatique correctement diluée (étape 4.6.3.1) avec le mélange réactionnel (étape 4.6.3.2) en agitant doucement à 37 °C. Prélever 1 mL du mélange réactionnel et l’ajouter à 2 mL de réactif de dichromate/acide acétique à 60 s d’intervalle.
      4. Déterminez les niveaux de catalase dans l’échantillon en comparant l’absorbance à 653 nm à celle d’un étalon de catalase certifié.
    3. Dosage GPx
      1. Incuber le mélange réactionnel contenant l’échantillon à 37 °C pendant 3 min, ajouter 0,5 mL d’acide trichloracétique (TCA) à 10 % et centrifuger à 3 000 tr/min pendant 5 min.
      2. À 1 mL de surnageant, ajoutez 2 mL de tampon phosphate et 1 mL de solution d’acide 5'-5'-dithiobis-(2-dinitrobenzoïque [DTNB], et lisez l’absorbance à 412 nm contre un blanc.
      3. Déterminer l’activité de la glutathion peroxydase en traçant la courbe standard et en extrapolant la concentration du GSH restant à partir de la courbe.
  8. dosage du MPO et du facteur de nécrose tumorale-alpha (TNFα)
    REMARQUE : Ce dosage implique l’oxydation du gaïacol en gaïacol oxydé en présence de peroxyde d’hydrogène. Le gaïacol sous sa forme oxydée a une couleur brune, qui est mesurée photométriquement à 470 nm.
    1. Utilisez des kits ELISA standard pour déterminer l’activité21,25 de la myéloperoxydase testiculaire (MPO) et les taux de facteur de nécrose tumorale alpha (TNF-α).
  9. Examen histopathologique à l’aide de l’hématoxyline et de l’éosine (H&E)26,27 et de l’immunohistochimie pour l’expression de la caspase 3
    1. Préserver le tissu testiculaire dans le liquide de Bouin ; laver le tissu avec du toluène, l’immerger dans de la cire de paraffine et l’incuber à 60 °C pendant la nuit.
    2. Prélever des sections de ~5 μm d’épaisseur, les déparaffiniser et les réhydrater, récupérer l’antigène à l’aide d’un tampon de citrate préchauffé et laisser refroidir 30 min.
    3. Nettoyez les lames avec des lingettes de laboratoire, marquez les zones de section avec un stylo hydrophobe et disposez les lames dans une chambre humidifiée.
    4. Incuber les lames pendant 10 minutes après le blocage de l’activité de la peroxydase endogène à l’aide de peroxyde d’hydrogène. Rincez une fois les lames avec du PBS, appliquez le bloc de protéines et incubez pendant 10 min.
    5. Rincez les lames avec du PBS 2x, appliquez les anticorps primaires correspondants (caspase 3), incubez les lames pendant 45 min et rincez 2x avec du PBS.
    6. Appliquez l’anticorps secondaire, incubez pendant 25 min, rincez avec du PBS 2x et ajoutez le polymère HRP. Répétez le cycle d’incubation pendant 25 minutes et rincez 2 fois avec du PBS.
    7. Incuber des sections pendant 5 minutes dans un substrat de diaminobenzidine (DAB), rincer 2 fois avec du PBS, contre-colorer avec de l’hématoxyline et rincer à l’eau distillée.
    8. Appliquez une solution de bleuissement sur les sections, rincez, déshydratez, clarifiez et montez pour un examen qualitatif.
    9. Examinez les tissus au microscope optique et prenez des photomicrographies à 100x et 400x avec un appareil photo numérique fixé au microscope.

4. Analyse statistique

  1. Effectuez des analyses statistiques avec le logiciel de votre choix. Effectuez le test d’Anderson-Darling, le test de D’Agostino et Pearson et le test de Shapiro-Wilk pour tester la normalité.
  2. Effectuez un test t non apparié pour tester la différence significative entre les deux groupes : SO et T/D.
  3. Présentez les données sous forme de moyenne ±'erreur type de la moyenne. Définissez le niveau de signification à p < 0,05, p < 0,01 et p < 0,001 (comme indiqué dans les légendes des figures).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

L’activité XO, le niveau de MDA et les activités de SOD, de catalase et de GPx dans le testicule ont été utilisés comme marqueurs du stress oxydatif. La torsion/détorsion (T/D) a considérablement augmenté l’activité XO et les niveaux de MDA et réduit les activités testiculaires de la SOD, de la catalase et de la GPx chez les rats T/D par rapport aux rats simulés (Figure 1), illustrant le rôle du stress oxydatif dans les lésions induites par T/D.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Cet article et la vidéo qui l’accompagne donnent une description détaillée, étape par étape, de l’induction chirurgicale du TT pour l’étude de l’IRI testiculaire à l’aide de l’approche d’ancrage. La méthode est particulièrement utile en ce qu’elle permet d’éviter l’extériorisation prolongée du testicule provoquée par les techniques de clampage7 et, en même temps, de modéliser de plus près la présentation clinique du TT chez l’homme10,12

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Nous remercions par la présente M. Ojeniran, chef de l’unité audiovisuelle de la Faculté des sciences de la santé, qui a aidé au tournage et au montage de la procédure.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1 cc syringesNon applicableNon applicablepour anesthétique
2-0 chromic sutureNon applicableNon applicablePour chirurgie
Bard Parker knife handleNon applicableNon applicablePour chirurgie
Curved Mosquito artery forcepsNon applicableNon applicablePour chirurgie
Dissecting scissorsNon applicableNon applicablePour chirurgie
GraphPad Prism (version 8.0.2)
Ketamine injectionSwiss Parenterals LTD Gujarat India2321154Anesthétique
Paracetamol injectionShanxi Zhongbao Pharmaceuticals, China220637Analgésique
PovidoneJAWA International limited Nigeria 135SLavage antiseptique
Procaine penicillin powderAnhui Chengshi Pharmaceutical Co Ltd China201906Pour chirurgie
Surgical bladeNon applicableNon applicablePour chirurgie
Surgical glovesZhenjiang huayang latex products China210325
Stitch scissorsNon applicableNon applicablePour chirurgie
Toothed dissecting forcepsNon applicableNon applicablePour chirurgie
Xylazine injectionBioveta Czech Republic396228AAnesthétique
Light MicroscopeNovel Microscope, ChinaNon applicablePour évaluation histopathologique
Digital CameraHayear, ChinaNon applicablePour évaluation histopathologique
TNF-α kitElabscience, USAE-EL-H0109Pour dosage
Thermo Fischer kit (anti-mouse caspase 3 monoclonal for caspase 3 expression )Thermo Fischer Scientific Inc., USANon applicablePour immunohistologie (caspase 3)

Références

  1. Obi, A. O., Okeke, C. J., Ugwuidu, E. I. Acute testicular torsion: A critical analysis of presentation, management, and outcome in southeast Nigeria. Niger J Clin Pract. 23 (11), 1536-1541 (2020).
  2. Yang, C., Song, B., Tan, J., Liu, X., Wei, G. H. Testicular torsion in children: a 20-year retrospective study in a single institution. Sci World J. 14 (11), 362-368 (2011).
  3. Ganjiani, V., Ahmadi, N., RaayatJahromi, A. Protective effects of Stevia rebaudiana aqueous extract on experimental unilateral testicular ischaemia/reperfusion injury in rats. Andrologia. 52 (2), e13469(2020).
  4. Afolabi, O., Alabi, B., Omobowale, T., Oluranti, O., Iwalewa, O. Cysteamine mitigates torsion/detorsion-induced reperfusion injury via inhibition of apoptosis, oxidative stress and inflammatory responses in experimental rat model. Andrologia. 54 (1), e14243(2022).
  5. Taskinen, S., Taskinen, M., Rintala, R. Testicular torsion: orchiectomy or orchiopexy. J Ped Urol. 4 (3), 210-213 (2008).
  6. Cost, N. G., Bush, N. C., Barber, T. D., Huang, R., Baker, L. A. Pediatric testicular torsion: demographics of national orchiopexy versus orchiectomy rates. J Urol. 185 (6S), 2459-2463 (2011).
  7. Akhigbe, R. E., Odetayo, A. F., Akhigbe, T. M., Hamed, M. A., Ashonibare, P. J. Pathophysiology and management of testicular ischemia/reperfusion injury: Lessons from animal models. Heliyon. 10, e27760(2024).
  8. Kehinde, E. O., et al. Significance of determining the point of reperfusion failure in experimental torsion of testis. Int J Urol. 12 (1), 81-89 (2005).
  9. Dokmeci, D., et al. Protective effect of L-carnitine on testicular ischaemia-reperfusion injury in rats: Cellular biochemistry and its modulation by active agents or disease. Cell Biochem Funct. 25 (6), 611-618 (2007).
  10. Ellati, R. T., Kavoussi, P. K., Turner, T. T., Lysiak, J. J. Twist and shout: a clinical and experimental review of testicular torsion. Kor J Urol. 50 (12), 1159-1167 (2009).
  11. Ranade, A. V., et al. Effect of vitamin E administration on histopathological changes in rat testes following torsion and detorsion. Sing Med J. 52 (10), 742-746 (2011).
  12. Jafari, A., Ghasemnejad-Berenji, H., Nemati, M., Ghasemnejad-Berenji, M. Topiramate: A novel protective agent against ischemia reperfusion-induced oxidative injury after testicular torsion/detorsion. Am J Em Med. 44, 257-261 (2021).
  13. Turner, T. T. Acute experimental testicular torsion: no effect on the contralateral testis. J Androl. 6 (1), 65-72 (1985).
  14. Baker, L. A., Turner, T. T. Leydig cell function after experimental testicular torsion despite loss of spermatogenesis. J Androl. 16 (1), 12-17 (1995).
  15. Salmasi, A. H., et al. Effect of morphine on ischemia-reperfusion injury: experimental study in testicular torsion rat model. Urology. 66 (6), 1338-1342 (2005).
  16. Karakaya, E., Ateş, O., Akgür, F. M., Olguner, M. Rosuvastatin protects tissue perfusion in the experimental testicular torsion model. Int Urol Nephrol. 42 (2), 357-360 (2010).
  17. Ikebuaso, A. D., Yama, O. E., Duru, F. I., Oyebadejo, S. A. Experimental testicular torsion in a rat model: effects of treatment with Pausinystalia macroceras on testis functions. J Repro Infertil. 13 (4), 218(2012).
  18. Esmaeilsani, Z., Barati, F., Mohammadi, R., Shams-Esfandabadai, N., Karimi, I. Effects of curcumin nanoparticles on the tissue oxidative stress following testicular torsion and detorsion in rat model. Iran J Vet Surg. 14 (2), 97-104 (2019).
  19. Samy, A., et al. The potential protective and therapeutic effects of platelet-rich plasma on ischemia/reperfusion injury following experimental torsion/detorsion of testis in the Albino rat model. Life Sci. 256, 117982(2020).
  20. Schumacher, J. Testis. Equine Surgery. Auer,, Stick, J. A., Saunders, J. A. W. B. , 775-810 (2006).
  21. Desser, R. K., et al. Guinea pig heterophil and eosinophil peroxidase. Arch Biochem Biophys. 148 (2), 452-465 (1972).
  22. Hp, M. The role of superoxide anion in the autoxidation of epinephrine and a simple assay for superoxide dismutase. J Biol Chem. 247, 3170-3175 (1972).
  23. Euler, H. V., Josephson, K. Uber catalase. IS European. J Org Chem. 452, 158-181 (1972).
  24. Rotruck, J. T., et al. Selenium: biochemical role as a component of glutathione peroxidase. Science. 179 (4073), 588-590 (1973).
  25. Akhigbe, R. E., et al. Testicular toxicity in cisplatin-treated Wistar rats is mitigated by Daflon and associated with modulation of Nrf2/HO-1 and TLR4/NF-kB signaling. J Trace Elem Med Biol. 85, 127489(2024).
  26. Ricken, A. M., Hamed, M. A., Akhigbe, R. E. Histopathological evaluation of infertility: Lessons from laboratory rodents. Histol Histopathol. 39, 671-690 (2024).
  27. Ajayi, A. F., Akhigbe, R. E. In vivo exposure to codeine induces reproductive toxicity: role of HER2 and p53/Bcl-2 signaling pathway. Heliyon. 6 (11), e05589(2020).
  28. Ricken, A. M., Hamed, M. A., Akhigbe, R. E. Histopathological evaluation of infertility: Lessons from laboratory rodents. Histol Histopathol. 39, 671-690 (2024).
  29. Aldhabaan, S., Hudise, J. Y., ALqarny, M., Alarfaj, A. Catgut versus polypropylene sutures for transcolumellar incision closure in open rhinoplasty: a retrospective cohort study. Cureus. 8, e9769(2020).
  30. Afolabi, O. A., et al. Atorvastatin-mediated downregulation of VCAM-1 and XO/UA/caspase 3 signaling averts oxidative damage and apoptosis induced by ovarian ischaemia/reperfusion injury. Redox Rep. 27 (1), 212-220 (2022).
  31. Akhigbe, R. E., et al. Omega-3 fatty acid rescues ischaemia/perfusion-induced testicular and sperm damage via modulation of lactate transport and xanthine oxidase/uric acid signaling. Biomed Pharmacother. 142, 111975(2021).
  32. Wei, S. M., Yan, Z. Z., Zhou, J. Curcumin attenuate ischemia-reperfusion injury in rat testis. Fertil Steril. 91, 271-277 (2009).
  33. Ritchey, M. L., Bloom, D. A. Modified dartos pouch orchiopexy. Urology. 45 (1), 136-138 (1995).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Ischémie testiculaireTorsion du cordon spermatiqueHistologie testiculaireMarqueurs du stress oxydatifMarqueurs inflammatoiresMarqueurs d'apoptosePoche scrotaleÉvaluation histopathologique
Ancrage d’un testicule tordu : un modèle chez le rat d’ischémie-reperfusion Lésion du testicule
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.