La configuration proposée permet une ventilation mécanique contrôlée et une imagerie par résonance magnétique du mouvement du thorax en 3D chez la souris et le rat. Nous avons utilisé cette configuration pour étudier la physiopathologie sous-jacente au dysfonctionnement des muscles respiratoires induit par la ventilation mécanique.
Article de méthode
Imagerie par résonance magnétique cinétique 3D du mouvement respiratoire chez les souris et les rats ventilés mécaniquement
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Résumé
Résumé
La physiopathologie du dysfonctionnement du diaphragme chez les patients sous ventilation mécanique n’a pas encore été entièrement comprise, et des modèles animaux adéquats sont nécessaires pour permettre des recherches plus approfondies. Les paramètres de ventilation mécanique, tels que le niveau de pression expiratoire positive (PEP), jouent un rôle crucial. L’objectif était de développer une méthode permettant d’imager en 3D le mouvement thoracique pendant la ventilation mécanique de souris et de rats à différents réglages de pression respiratoire. Des rats (Wistar) et des souris (C57BL/6) ont été anesthésiés avec un mélange de kétamine, d’atropine et de dexmédétomidine. L’anesthésie a été maintenue par perfusion continue à travers un cathéter péritonéal. Ensuite, une trachéotomie a été pratiquée pour permettre la ventilation mécanique des animaux. Les animaux ont été placés dans un système d’IRM 7T tout en étant ventilés avec un ventilateur compatible avec l’IRM. L’imagerie ciné 3D du thorax a été réalisée à l’aide d’une séquence d’écho de gradient 3D avec remplissage de l’espace k pseudo-spiralé. Un signal de navigation, généré par le gradient de l’enrouleur de sélection de tranches, a été enregistré à chaque TR. Le binning rétrospectif et la reconstruction des données dans 12 cadres temporels de cinéma respiratoire ont été effectués à l’aide d’un logiciel développé en interne. Nous avons réussi à visualiser le mouvement thoracique en 3D chez les deux espèces pendant la ventilation mécanique, ce qui a permis d’étudier les changements dans la géométrie du thorax tout au long du cycle respiratoire à différents niveaux de PEP. Nous avons constaté que le binning rétrospectif des cadres respiratoires était fortement facilité par le taux respiratoire fixe. Le protocole présenté ici peut être utilisé pour étudier la géométrie et le mouvement cardiaques et thoraciques chez des souris et des rats ventilés mécaniquement.
Introduction
La ventilation mécanique est la pierre angulaire du traitement de l’insuffisance respiratoire aiguë dans l’unité de soins intensifs. Malheureusement, cela peut également causer des blessures. Les lésions pulmonaires induites par la ventilation assistée, les lésions cérébrales associées à la ventilation assistée et le dysfonctionnement du diaphragme induit par la ventilation sont des exemples de complications iatrogènes associées à la ventilation mécanique aiguë 1,2,3. La physiopathologie sous-jacente à ces mécanismes de lésion reste mal comprise. Des travaux expérimentaux sur des animaux ont permis d’identifier des mécanismes importants qui sous-tendent les complications de la ventilation mécanique, permettant une transposition dans la pratique clinique grâce à l’application de nouvelles stratégies de ventilation4. Un exemple récent est la recherche sur l’impact des dyssynchronies de la ventilation sur la fonction du diaphragme dans les modèles de SDRA porcine5. De telles recherches sur des modèles animaux ventilés mécaniquement sont essentielles pour élucider les mécanismes des blessures, même avec la tendance actuelle à s’éloigner de l’expérimentation animale. Les études sur les effets de la ventilation mécanique nécessitent un système cardiorespiratoire intact et la capacité de simuler la physiopathologie couramment observée dans l’unité de soins intensifs4. Les grands modèles d’animaux sont souvent utilisés parce qu’ils imitent plus fidèlement la physiologie humaine que les rongeurs et peuvent être ventilés avec des machines utilisées dans l’unité de soins intensifs4. Les principaux inconvénients sont le coût élevé associé à l’utilisation de grands animaux et le manque de modèles de grands animaux génétiquement modifiés pour étudier les mécanismes moléculaires de la maladie 6,7. Par conséquent, les expériences sur des rongeurs ventilés mécaniquement sont inévitables tant que des alternatives, telles que des cultures de tissus sophistiquées ou des modèles d’organes sur puce, ne sont pas disponibles.
Diverses interventions qui ont amélioré les résultats chez les animaux ne se sont pas traduites chez les humains 4,6, soulignant l’importance de comprendre en quoi les modèles animaux de ventilation mécanique couramment utilisés diffèrent de ceux des humains. Les effets du réglage du ventilateur sur le système respiratoire sont déterminés par une pléthore de facteurs qui peuvent être spécifiques à l’espèce, tels que l’élasticité des tissus, le tonus musculaire et la variation de la réponse aux anesthésiques couramment utilisés 8,9,10,11. Ces différences peuvent entraîner des effets contrastés sur le mouvement et la géométrie du thorax et des poumons, ce qui peut expliquer la disparité entre les humains et les animaux. L’étude de l’effet des paramètres de ventilation sur la géométrie et le mouvement du système cardiorespiratoire peut élucider les différences entre les espèces et aider à transposer les concepts physiopathologiques dérivés d’études animales au milieu clinique. Les progrès techniques de l’imagerie par résonance magnétique cardiovasculaire résolue en mouvement ont permis d’imager le cœur battant dans des modèles de rongeurs, fournissant des informations sur la forme, la fonction et la physiopathologie dans des modèles de rongeurs de maladies cardiovasculaires12,13. Ces méthodes sont sous-utilisées pour imager le thorax et les mouvements pendant le cycle respiratoire chez les animaux sous ventilation mécanique.
Ici, nous présentons une méthode pour étudier la géométrie et les mouvements du thorax chez les rongeurs ventilés mécaniquement à l’aide de l’IRM ciné 3D. Cela permet d’étudier les effets aigus de nombreux réglages de ventilateur ou d’autres interventions sur la géométrie et le mouvement du thorax chez les rongeurs ventilés mécaniquement. Nous avons appliqué une nouvelle acquisition d’IRM ciné en 3D pseudo-spiralée, respiratoire, pour de petits animaux ventilés 13,14. Dans cette étude initiale, nous avons étudié les effets de la pression expiratoire positive (PEP), mais cette méthode peut également être utilisée pour étudier l’effet d’autres interventions ou contextes respiratoires, tels que le rapport I :E, le volume courant et la fréquence respiratoire. Cette méthode ouvrira un champ des possibles pour l’imagerie préclinique de modèles de rongeurs nécessitant une ventilation mécanique dans le domaine de la recherche en soins intensifs et au-delà.
Protocole
Toutes les procédures décrites ont été effectuées conformément à la directive CE 86/609 de l’Union européenne. Les expériences ont été approuvées par le Conseil d’éthique animale de l’UMC d’Amsterdam, le site VUmc et l’AMC. Des souris C57BL/N et des rats Wistar ont été obtenus dans les laboratoires de Charles River. Des souris mâles et femelles âgées de 3 à 6 mois d’un poids de 25 à 32 g et des rats mâles et femelles âgés de 3 à 6 mois d’un poids compris entre 200 et 400 g ont été utilisés pour toutes les expériences. De la nourriture et de l’eau ont été fournies à volonté. Tous les animaux ont été acclimatés pendant au moins 1 semaine avant le début des expériences.
1. Préparation de la configuration
- Préparez les médicaments anesthésiques en suivant les dosages mentionnés à l’étape 2.
- Calibrez le ventilateur mécanique en faisant défiler le menu du ventilateur et en cliquant sur Configuration > plus de ventilateurs > Calib&Tests. Effectuez les quatre tests et étalonnages qui y sont répertoriés : Test d’étanchéité, Tube de purge, Mesure de l’espace mort et Tube de purge.
- Placez le ventilateur mécanique compatible IRM dans la salle IRM et tirez les câbles connectés au ventilateur compatible IRM à travers l’alésage de l’appareil IRM. On peut utiliser un poumon d’essai (par exemple, un petit ballonnet) pour vérifier la ventilation provenant du ventilateur compatible avec l’IRM.
- Connectez le ventilateur mécanique compatible MR au compresseur et à une source de flux d’oxygène.
- Préparez une colonne PEP en remplissant une colonne de mesure de 10 mL d’eau et en marquant la profondeur de l’eau en centimètres. Placez la tubulure expiratoire du ventilateur compatible IRM dans la colonne PEP. La figure 1 présente une vue d’ensemble de la configuration.
- Collez un coussin respiratoire sans serrer sur le berceau IRM à l’endroit où se trouvera le thorax de l’animal.
2. L’anesthésie et le début de la ventilation mécanique
- Commencer la sédation de l’animal (souris ou rat) en le plaçant dans une chambre à gaz remplie de 4 % d’isoflurane dans 100 % d’O2.
- Pesez l’animal pour déterminer la dose d’anesthésie. Injectez 3 mg/kg de bupivacaïne dans le site opératoire (région laryngée) et appliquez une pommade oculaire dans les deux yeux.
- Placez l’animal sur un coussin chauffant tout en respirant spontanément 2 à 4 % d’isoflurane dans 100 % d’oxygène à travers un cône nasal. Assurez la surveillance de la fréquence cardiaque, de la saturation en oxygène et de la température en plaçant un oxymètre de pouls sur l’une des pattes de l’animal et en insérant la sonde du thermomètre rectal.
- Testez l’absence de réflexes avant l’incision. Soulevez la peau recouvrant le larynx et la trachée à l’aide d’une pince chirurgicale et faites une incision à l’aide de ciseaux pliés.
- Disséquez brutalement les glandes salivaires et la musculature sous-jacente jusqu’à ce que la trachée soit visible.
- À l’aide d’une pince courbée et tranchante, disséquez la face dorsale de la trachée et placez une pince sous la trachée pour tirer une suture en soie tressée non résorbable (taille 6/0) autour de la trachée.
- Saisissez la trachée au niveau d’un anneau cartilagineux et ouvrez la trachée immédiatement sous l’anneau à l’aide de ciseaux à ressort.
- Canulez la trachée avec un Abbocath 20G (souris) ou 14G (rat), coupé à environ 1-1,5 cm de longueur. Attachez la suture autour de la trachée canulée pour assurer une étanchéité à l’air.
- Démarrer la ventilation de l’animal avec un volume courant de 7 mL/kg, une fréquence de 150 BPM pour les souris et de 80 BPM pour les rats, 2 cmH2O PEP avec 3 % d’isoflurane dans 100 % d’oxygène.
- Effectuer une injection intrapéritonéale de la dose d’induction de l’anesthésie par injection (souris : kétamine 126 mg/kg, dexmédétomidine 0,1 mg/kg, atropine 0,5 mg/kg ; rat : kétamine 90 mg/kg, dexmédétomidine 0,25 mg/kg, atropine 0,05 mg/kg) et après 5 min, diminuer progressivement le débit d’isoflurane (3 % à 0 % en 10 min) pour permettre une transition en douceur de l’anesthésie gazeuse à l’anesthésie par injection.
- Placez 24G d’Abbocath par voie intrapéritonéale et connectez-vous au perfuseur avec les doses de souris suivantes : kétamine 36 mg/kg/h, dexmédétomidine 0,02 mg/kg/h, atropine 0,075 mg/kg/h ; Rat : kétamine 30 mg/kg/h, dexmédétomidine 0,015 mg/kg/h, atropine 0,075 mg/kg/h. Commencer la perfusion.
REMARQUE : Nous avons effectué une trachéotomie pour ventiler les animaux au lieu d’une intubation orale, car cela nous a permis de placer une suture autour de la trachée. Cela était nécessaire pour éviter les fuites d’air, ce qui est crucial pour maintenir une PEP suffisante.
3. IRM sous ventilation mécanique
- Placez l’animal dans le berceau IRM dédié en position couchée, et placez la bobine IRM appropriée pour souris ou rats dessus tout en gardant un œil sur le tube de trachéotomie.
- Arrêtez et débranchez le ventilateur mécanique utilisé dans 1.2 et la pompe d’anesthésie et transportez l’animal jusqu’à la salle d’IRM. Rebranchez l’animal au ventilateur compatible avec l’IRM et commencez à ventiler avec un volume courant de 10 mL/kg et une fréquence de 150 BPM pour les souris et de 80 BPM pour les rats. Le volume courant est plus important qu’avec le ventilateur utilisé dans 1.2 pour recruter le tissu pulmonaire qui aurait pu s’effondrer pendant le transport.
- Rebranchez la pompe d’anesthésie aux taux susmentionnés pour maintenir la profondeur de l’anesthésie. Selon le système d’IRM, placez les lignes d’anesthésie à l’intérieur ou à l’extérieur de l’alésage IRM.
- Placez le capteur du moniteur de saturation et de fréquence cardiaque sur la patte arrière de l’animal et insérez la sonde du thermomètre rectal. Connectez le système de surveillance respiratoire au coussin respiratoire. Vérifiez tous les signaux et assurez-vous que la fréquence cardiaque, la saturation en oxygène et la température se situent dans la plage physiologique.
REMARQUE : La surveillance respiratoire doit indiquer la fréquence respiratoire réglée sur le ventilateur compatible MR et n’est utilisée que pour détecter l’effort respiratoire de l’animal. En cas d’effort respiratoire de la part de l’animal, la courbe respiratoire présente des pics supplémentaires. Cela nécessite l’administration d’une dose supplémentaire d’anesthésie (1/3 de la dose d’induction initiale). - Placez l’animal dans l’IRM avec la bobine centrée sur le thorax et connectez les câbles de radiofréquence à la bobine. Il y a une bobine et un berceau séparés pour s’adapter à la différence de taille entre les souris et les rats (la bobine et le berceau du rat ont un diamètre plus grand par rapport à la bobine de souris). Immerger la tubulure expiratoire à 6 cm dans la colonne d’eau, en administrant 6 cmH2O PEP.
- Titrez le volume courant à 7-9 mL/kg en fonction de la saturation en oxygène (optez pour le volume courant le plus bas possible avec une saturation de 100 %).
4. Acquisition du scan
REMARQUE : Le Tableau 1 donne un aperçu des paramètres de numérisation.
- Utilisez des méthodes spécifiées par le fournisseur pour effectuer l’étalonnage RF et le calage.
- Acquérez un SCOUT avec cinq images en orientation coronale et axiale et assurez-vous que tout le thorax est dans le champ de vision (FOV). Un SCOUT est un balayage rapide utilisé pour planifier les autres plans d’imagerie et couvre généralement un champ de vision plus large que les autres images. Si nécessaire, réajustez la position de l’animal dans le berceau et refaites le SCOUT.
- Planifiez les numérisations 2D (voir le tableau 1 et la figure 2) sur les images SCOUT. Assurez-vous que les plans coronal et sagittal couvrent l’ensemble du thorax.
REMARQUE : Le plan sagittal est placé sur le dessus de l’hémidiaphragme droit pour limiter la partie du cœur à l’intérieur du FOV. En acquérant le SCOUT à 6 cmH2O PEEP, nous nous assurons que le diaphragme est imagé dans la position la plus caudale. - Acquérez les scans 2D à 6 cmH2O PEP et reconstruisez immédiatement les images pour vérifier le positionnement de l’animal et assurer la qualité de l’image (suivre l’étape 6). Si besoin, réajustez le positionnement du FOV ou de l’animal et refaites les scans.
- Planifiez le balayage 3D (Figure 2) en plaçant le champ de vision autour du thorax complet et couvrez les balayages 2D. Assurez-vous qu’environ 20 % du champ de vision dans le sens de la tranche est à l’extérieur de l’animal pour éviter les artefacts de repliement.
REMARQUE : Les scans 2D sont ajoutés au protocole car le temps d’acquisition est plus court que pour les scans 3D, ce qui les rend adaptés pour tester rapidement l’effet des interventions. - Acquérez le balayage 3D avec le schéma d’échantillonnage pseudo-spirale k-space requis (Figure 3), permettant un regroupement rétrospectif robuste des données et une visualisation du mouvement respiratoire14.
- Répétez les scans 2D et 3D à 3 et 0 cmH2O PEP. La durée totale de numérisation était de 2,5 minutes par numérisation 2D et de 15 minutes par numérisation 3D.
REMARQUE : Dans ce cas, nous avons adapté PEEP pendant les expériences. Nous avons sélectionné 0, 3 et 6 cmH2O PEP parce que nous savons par des expériences (recherches antérieures et études en cours) sur des animaux ventilés à long terme que ces niveaux de PEP entraînent des changements pertinents dans la géométrie du diaphragme et du thorax15. De plus, nous avons choisi d’utiliser zéro, un niveau moyen et un niveau élevé de PEP dans ce travail pour montrer l’effet de la PEP. En fonction de la question de recherche, d’autres interventions sont possibles. Par exemple, les effets des relaxants musculaires ou d’autres médicaments sur la géométrie du thorax peuvent être étudiés. Le protocole nous permet d’étudier les effets intra-sujets de l’intervention.
Figure 1 : Vue d’ensemble de l’installation. (A) Une vue d’ensemble schématique de l’installation, (B) la configuration de la bobine pour une souris, (C) la configuration de la bobine pour un rat, avec un alésage plus grand que la bobine de la souris, (D) la configuration de la bobine par rapport à l’IRM, (E) la colonne PEP avec tube expiratoire placée à 3 cmH2O PEP et (F) un gros plan de la vanne qui régule la ventilation, indiquant quels tubes doivent être placés dans la colonne PEEP. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Planification des images RM pour les cinémas 2D et 3D. Figure montrant comment le champ de vision a été réglé pour les scans 2D en orientation sagittale et coronale (rangée supérieure et centrale) et les scans 3D en orientation sagittale (rangée du bas). La colonne de gauche représente l’une des tranches du SCOUT en orientation axiale au niveau du cœur, la colonne du milieu montre une tranche du SCOUT en orientation coronale, et la colonne de droite montre une tranche en orientation axiale au niveau du foie. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Modèle d’échantillonnage en pseudo-spirale RM. Le modèle d’échantillonnage est dans la direction d’encodage de phase ky/kz avec une taille de matrice de 80 x 80 optimisée pour le binning rétrospectif des mouvements respiratoires. Les spirales sont créées en commençant au centre de l’espace k, puis en tournant vers l’extérieur et vers l’intérieur, répétant ainsi chaque spirale. L’ensemble du modèle d’échantillonnage est effectué avec 25 répétitions afin de générer suffisamment de données dans chaque cadre respiratoire. Chaque spirale a une couleur différente. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
5. Fin de l’expérience
- Après avoir terminé tous les scans, retirez l’animal du scanner. Les animaux ne peuvent pas survivre à l’expérience en raison de la trachéotomie. Euthanasier les souris atteintes d’une luxation cervicale et les rats par exsanguination.
- Enregistrez tous les fichiers MR bruts et reconstruits.
| Type de balayage | Écho dégradé SCOUT | Écho dégradé 2D | Écho dégradé 3D |
| Orientation | Coronale et sagittale | Coronale et sagittale | Sagittale |
| Plan d’échantillonnage de l’espace k | Cartésien | Cartésien | Pseudo-spirale |
| Nombre de tranches | 10 | 1 | 80 |
| Épaisseur de la tranche (mm) | 1 (souris) | 1 (souris) | 0,38 (souris) |
| 1 (Rat) | 1 (Rat) | 0,81 (rat) | |
| Écart de tranche (mm) | 2 (Souris) | 0 (souris) | 0 (souris) |
| 5 (Rat) | 0 (Rat) | 0 (Rat) | |
| Échantillonnage par tranches* | 0.8 | 0.8 | 0.8 |
| FOV (lecture x phase x tranche ; mm) | 35 x 35 (souris) | 30 x 23 (souris) | 30 x 23 x 30 (souris) |
| 80 x 80 (Rat) | 65 x 49 (Rat) | 65 x 49 x 65 (Rat) | |
| Taille de la matrice (fréquence x phase) | 256 x 192 | 256 x 192 | 211 x 80 x 80 |
| TR / TE (ms) | 45328 | 45330 | 45328 |
| Angle de retournement (°) | 15 | 15 | 10 |
| Nombre de répétitions | 80 | 70 | 25 |
| Déclenchement respiratoire | Non | Oui, rétrospectivement | Oui, rétrospectivement |
| Temps d’imagerie (min :s) | 2:02 | 2:23 | 16:00 |
| Niveaux de PEP (cmH2O) | 6 | 6, 3, 0 | 6, 3, 0 |
Tableau 1 : Paramètres d’acquisition pour tous les scans. * L’échantillonnage de coupe indique le pourcentage de l’impulsion de sélection de tranche utilisé pour l’imagerie.
6. Reconstruction d’image
- Pour effectuer la reconstruction d’images, utilisez le logiciel développé en interne disponible sur GitHub16. Effectuez ces étapes pour tous les examens avec un navigateur nécessitant un déclenchement respiratoire rétrospectif.
REMARQUE : Il a déjà été décrit par Daal et al., mais ce travail était axé sur l’imagerie cardiaque13. Ici, nous décrivons une méthode pour reconstruire des images respiratoires contrôlées de l’ensemble du thorax. - Chargez le fichier de données brutes en cliquant sur Charger MRD. Cela visualise le signal brut du navigateur et son spectre dans le panneau supérieur gauche. Si le signal respiratoire n’est pas clairement visible, adaptez le navigateur principal dans l’onglet Paramètres.
- Dans les filtres cardiaques/respiratoires, remplissez la fréquence respiratoire réglée sur le ventilateur mécanique compatible IRM et réglez la largeur sur 15. Les paramètres dans les autres cases ne sont pas pertinents pour ce type de reconstruction. Appuyez sur Filtre pour appliquer les paramètres, ce qui se traduit par un signal de navigateur contrôlé, comme illustré à la Figure 4. Assurez-vous que le signal rouge dans les cases Navigateur respiratoire et Fréquence respiratoire suivent le signal bleu et brut du navigateur.
- Dans Cine, sélectionnez la vidéo respiratoire et réglez le nombre d’images sur 12 et le nombre de nuances sur 1. Dans l’onglet Géométrie, activez l’ACP (niveau 8) et le filtre de résonance. Appuyez sur Trier k-space pour appliquer les paramètres.
- Dans les paramètres CS reco, appliquez les paramètres suivants : WVxyz 0.0010, TVxyz 0.0000, LLRxyz 0.0050, TVcine 0.015, TVdyn 0.000. Appuyez sur Reco Movies pour commencer la reconstruction.
- Inspectez la reconstitution dans le panneau inférieur droit en faisant défiler les cadres et (le cas échéant) les tranches. Exportez les images reconstruites en appuyant sur Exporter DCM et/ou Exporter GIF.
7. Analyse d’images
REMARQUE : Selon la question de recherche, plusieurs paramètres de résultat peuvent être calculés à partir des images ciné. Ici, nous nous concentrons sur les paramètres qui quantifient la géométrie du thorax, le volume pulmonaire et l’excursion.
- Ouvrez un visualiseur DICOM approprié, par exemple le logiciel mentionné dans la Table des matériaux et chargez un film 2D en cliquant sur Fichier > Ouvrir et en sélectionnant les fichiers de cinéma 2D. Identifiez le cadre avec la position la plus élevée du diaphragme (cadre de fin d’expiration). Sélectionnez le cadre et ouvrez-le dans le visualiseur DICOM.
- Mesurez manuellement les dimensions pulmonaires antéro-postérieure et craniocaudale (Figure 5) dans le cinéma 2D sagittal et la dimension gauche-droite dans le cinéma 2D orienté coronal à l’aide du bouton de mesure dans microdicom. Répétez ces mesures pour tous les niveaux de PEP ou d’autres interventions. Ces mesures peuvent également être effectuées dans une image du cinéma 3D, en fonction du choix des scans.
- Chargez le film 3D dans le programme d’analyse d’images 3D et placez l’image dans le bon sens en cliquant sur Outils > Réorienter l’image. Remplissez le SPL en tant que code RAI. Sélectionnez l’image de fin d’expiration en faisant défiler la dynamique dans Outils > l’inspecteur de calques , puis augmentez le nombre de composants.
- Initialisez la segmentation en contournant manuellement la partie médiane des poumons en deux tranches pour chaque orientation (Figure 6). Utilisez le mode pinceau et ajustez la taille du pinceau si nécessaire.
- Lancez la segmentation 3D en appuyant sur Contour actif dans la barre d’outils principale. Assurez-vous que la boîte rouge (ROI) couvre tout le thorax. Activez l’option Initialiser avec la segmentation actuelle et appuyez sur Segment 3D.
- Sélectionnez Seuillage comme mode de présegmentation et utilisez uniquement un seuil supérieur en sélectionnant le mode de seuil le plus à droite. Appuyez sur Suivant. Sautez ensuite l’étape d’ajout de bulles en appuyant à nouveau sur Suivant. Étant donné que la segmentation a déjà été initialisée à l’étape 7.5, il n’est pas nécessaire d’ajouter des bulles.
- Démarrez le contouring actif en appuyant sur le bouton Play et mettez-le en pause dès que la segmentation atteint les bords du poumon. Faites défiler les images pour vérifier la segmentation. Appuyez sur Terminer pour finaliser la segmentation.
- Appuyez sur Mettre à jour pour visualiser la segmentation 3D dans le panneau inférieur gauche, puis l’inspecter et la faire pivoter.
- Enregistrez la segmentation au format NiFTI en cliquant sur Segmentation > Enregistrer l’image de segmentation et le fichier de maillage STL en cliquant sur Segmentation > Exporter le maillage de segmentation.
- Notez le volume pulmonaire qui se trouve dans la section Segmentation, Volume et Statistiques.
- Enregistrez les images des autres états respiratoires dans la dynamique de fin d’expiration à l’aide du script fourni dans le fichier de codage supplémentaire 1. Appliquez les transformations calculées à la segmentation, ce qui permet d’obtenir une segmentation pour chaque dynamique. Utilisez ces segmentations pour calculer les paramètres de résultat, tels que les excursions dans toutes les directions.
Résultats
En utilisant le protocole décrit dans cette étude, nous avons scanné avec succès un groupe de 8 souris C57BL/6 WT saines et 8 rats Wistar WT à l’aide d’un scanner IRM de 7 Tesla. Nous avons pu ventiler mécaniquement les animaux à différents niveaux de PEP et surveiller les paramètres physiologiques de base lors du balayage (Figure 7).
La figure 5 montre un exemple de trois scans 2D dans le cadre expiratoire final d’une souris et d’un rat en orientation sagittale. Comme on peut le voir, la PEP introduit un déplacement caudal du diaphragme chez les deux animaux, mais chez la souris, cela s’accompagne également d’un élargissement du thorax, indiqué par une augmentation du diamètre antéro-postérieur.
Ces scans de haute qualité montrent qu’en utilisant cette technique, nous pouvons mesurer la taille des différentes parties du thorax et montrer les effets de différents réglages ventilatoires sur le mouvement du thorax et du diaphragme. Le temps de balayage court permet de comparer à l’intérieur des sujets les paramètres de résultat qui les intéressent, réduisant ainsi le nombre d’animaux requis. Le tableau 2 présente les paramètres de résultat de tous les animaux.
La figure 8 montre les segmentations pulmonaires de la dynamique de fin d’expiration à trois niveaux de PEP avec le volume pulmonaire correspondant. Comme prévu, l’augmentation de la PEP a entraîné une augmentation du volume pulmonaire. Les films 3D sont également affichés sous forme de film dans la vidéo supplémentaire 1 et la vidéo supplémentaire 2.
Figure 4 : Capture d’écran du logiciel utilisé pour reconstruire les images avec gate rétrospective des données. Le gating des données est basé sur le signal du navigateur. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Résultats représentatifs d’images 2D chez un rat et une souris à trois niveaux de PEP, avec les dimensions des poumons antéro-postérieur et cranio-caudal. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Capture d’écran du logiciel utilisé pour segmenter les poumons dans les cinémas 3D. Dans le panneau supérieur gauche, une vue axiale du film 3D est montrée avec le poumon segmenté en rouge. Dans le panneau supérieur droit, une vue sagittale est montrée avec le poumon segmenté en rouge. Dans le panneau inférieur gauche, un rendu 3D du poumon segmenté est affiché. Dans le panneau gauche-droite, une vue coronale est montrée avec le poumon segmenté en rouge. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 7 : Paramètres vitaux des animaux pendant les expériences. N = 8 souris (bleu), N = 8 rats (orange). Notez la baisse de la fréquence cardiaque lorsque les animaux entrent dans un plan chirurgical d’anesthésie. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 8 : Segmentation 3D des poumons à trois niveaux de PEP avec les volumes pulmonaires correspondants. Segmentation d’un poumon de rat à PEP 0 (colonne de gauche), PEP 3 (colonne du milieu) et PEP 6 (colonne de droite). Dans la rangée supérieure, la face postérieure des poumons est montrée. Dans la rangée du milieu, la face antérieure des poumons est montrée. Les volumes qui sont représentés dans la rangée du bas sont mesurés dans les poumons rendus en 3D qui sont visibles sur cette figure. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Vidéo supplémentaire 1 : Vidéo 3D d’une souris. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.
Vidéo supplémentaire 2 : Vidéo 3D d’un rat. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.
Fichier de codage supplémentaire 1 : Script permettant d’enregistrer les segmentations dans d’autres acquisitions. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
Discussion
Cette étude montre que l’imagerie IRM 3D avec gate rétrospective permet de mesurer le mouvement du thorax chez deux modèles animaux lors d’une ventilation mécanique. Ces techniques ont le potentiel d’être utilisées dans de futures recherches portant sur l’imagerie cardiaque et thoracique chez des souris et des rats ventilés mécaniquement. Nous avons constaté qu’en raison de la fréquence respiratoire fixe, le binning rétrospectif était très robuste.
Une étape critique du protocole consiste à mettre en place le positionnement correct des animaux à l’intérieur des bobines MR. Lors du balayage, il n’est pas possible de repositionner les animaux. De plus, le maintien de la normothermie est très important pour s’assurer que les mesures sont effectuées dans des conditions physiologiques, car les anesthésiques peuvent provoquer une hypothermie par vasodilatation périphérique, et les impulsions radiofréquences de ce protocole IRM peuvent provoquer une hyperthermie17,18. Sur la figure 7, on peut observer les fluctuations de la température corporelle pendant la courte période autour du transfert des animaux vers le scanner (autour de 1 h) au cours de laquelle aucune chaleur n’est appliquée à partir d’une source externe. Une autre étape critique est le titrage de l’anesthésie, en particulier chez la souris. Le plan de l’anesthésie, où les souris ne présentent pas d’effort respiratoire mais maintiennent des paramètres vitaux stables, est étroit et nécessite une surveillance attentive du signal respiratoire et un ajustement des débits de perfusion de l’anesthésie. Chez les rats, nous n’avons pas rencontré de tels problèmes dans la gamme de sédation utilisée. La qualité de l’image sera négativement affectée s’il y a des efforts respiratoires de l’animal en raison de la reconstruction rétrospective des images basée sur la fréquence respiratoire définie. Il est possible d’utiliser un régime anesthésique différent, tel que l’anesthésie par inhalation avec de l’isoflurane ou des anesthésiques par injection alternatifs qui provoquent une plus grande suppression de l’effort respiratoire. Le ventilateur pour petits animaux CWE-MRI-1 utilisé dans ce protocole est compatible avec les anesthésiques par inhalation19.
Il y a trois étapes critiques pour reproduire la méthode d’IRM proposée dans cette étude. Tout d’abord, la même séquence IRM de base (c’est-à-dire 3D FLASH) doit être utilisée. Une telle séquence est disponible sur pratiquement tous les systèmes d’IRM. Deuxièmement, la trajectoire de l’espace k mentionnée dans ce travail (pseudo-spirale) peut nécessiter un correctif logiciel capable d’exécuter des trajectoires d’espace k définies par l’utilisateur. Nous invitons les lecteurs à contacter l’auteur correspondant s’ils souhaitent reproduire l’acquisition. Il existe de l’expérience dans la mise en œuvre de ce type d’acquisition sur des systèmes d’autres fournisseurs. Enfin, le pipeline de reconstruction que nous partageons en tant que logiciel open source est indépendant des fournisseurs et, par conséquent, applicable à tous les systèmes précliniques.
Nous avons choisi le déclenchement rétrospectif et le binning plutôt que le déclenchement prospectif pour plusieurs raisons. Principalement, le déclenchement rétrospectif et le regroupement de données k-space offrent une flexibilité totale dans le nombre de trames CINE respiratoires reconstruites, ce qui nous permet d’optimiser la résolution temporelle, la résolution spatiale et le rapport signal/bruit. De plus, le déclenchement prospectif introduit un temps mort à la fin de chaque cycle respiratoire pendant que le scanner attend le prochain déclencheur, ce qui peut perturber l’état d’équilibre et entraîner un cycle incomplet. Avec la ventilation mécanique, ce temps mort est minime mais toujours présent.
La principale limite de ce protocole est l’incapacité de mesurer la pression des voies respiratoires ou de l’œsophage. À notre connaissance, il n’existe pas sur le marché de capteurs de pression pulmonaire ou œsophagienne compatibles avec l’IRM pour les petits animaux. Une autre limitation est l’absence de mesures continues de la pression artérielle dans l’IRM. Le protocole d’anesthésie était basé sur des recherches institutionnelles antérieures. L’atropine a été ajoutée en raison de la prévalence élevée de bradycardie et d’hypotension observée précédemment. Bien qu’il n’ait pas été possible de surveiller en permanence la pression artérielle en raison des contraintes de l’environnement RM, l’hypertension est peu probable, car aucune tachycardie n’a été observée (Figure 7). La surveillance utilisée dans ce protocole consistait en la fréquence cardiaque, la saturation en oxygène, la température et un signal respiratoire basé sur le mouvement de la paroi thoracique. À l’aide de ces mesures, une vue d’ensemble des paramètres vitaux des animaux peut guider l’administration de l’anesthésie, mais la lecture de la pression artérielle pourrait empêcher le surdosage des animaux montrant un effort respiratoire. Aucune autre étude IRM concernant la physiologie respiratoire des rongeurs sous ventilation mécanique n’a été publiée, mais cette méthode peut être utilisée pour un large éventail de questions de recherche en dehors de la recherche respiratoire. Le programme de reconstruction mentionné dans le manuscrit (Retrospective) peut également être utilisé pour reconstruire des images tout au long du cycle cardiaque, permettant ainsi au chercheur d’acquérir des images à haute résolution du cœur et des vaisseaux sans artefacts de mouvement. Ce protocole peut être appliqué dans tous les projets qui nécessitent une ventilation mécanique de rats ou de souris pendant le balayage. On peut, par exemple, envisager d’étudier la relation entre les paramètres de ventilation mécanique et la fonction cardiaque. D’autres options incluent l’imagerie d’animaux avec une poitrine ouverte ou après des interventions chirurgicales nécessitant une ventilation mécanique.
Déclarations de divulgation
Ruslan Garipov est un employé de MR Solutions Ltd., Guildford, Royaume-Uni.
Remerciements
Ce travail a été soutenu par la subvention ZonMW 09120011910004 (GS, CO, LH) et la subvention NIH 5R01HL121500 (CO).
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| équipement | |||
| ; 11 Plus Pompe à seringue double numérique | Appareil de Harvard (États-Unis) | 229193-2 | Pousse-seringue double avec fonctions programmables pour les laboratoires |
| Conditionneur de signal mono et multicanal AccuSens | Opsens solutions inc. (Canada) | ACS-P4-N-62SC | Utilisé avec un capteur de température à fibre optique pour surveiller la température corporelle |
| Capteur de température à fibre optique ; | Opsens solutions inc. (Canada) | ANDP-M | |
| Berceau de souris | É ; quipment Vé ; té ; rinaire Minerve (France) | ||
| Mousestat Jr. ; | Kent-scientific (États-Unis) | MSTAT-JR | Le MouseSTAT Jr. fournit ; oxymétrie de pouls précise chez la souris et le rat. |
| Scanner IRM | MR Solutions Lt. (Royaume-Uni) | MRS-7024 | |
| Surveillance et Système de porte pour petits animaux | SA Instruments, Inc. (États-Unis) | 1030 | Module RT (module d’interface respiratoire), module de contrôle/porte ERT, batterie |
| Ventilateur compatible MRI-1 | CWE (États-Unis) | 12-07000 | Ventilateur mécanique adapté à la ventilation de petits animaux dans des environnements de résonance magnétique. Il ventile selon un principe basé sur le volume contrôlé, le débit x le temps, à l’aide de vannes pneumatiques. |
| Unité de contrôle de température multistation et PCA à haut débit | É ; quipment Vé ; té ; rinaire Minerve (France) | ||
| Colonne PEEP | Colonne de mesure de fluide recyclée | ||
| Ventilateur mécanique Physiosuite | Kent-scientific (États-Unis) | Ventilateur mécanique adapté à la ventilation des petits animaux. Il ventile selon le principe du volume contrôlé et de la pression régulée. | |
| Capteurs de patte d’oxymètre de pouls, compatibles IRM | Kent-scientific (États-Unis) | SPO2-MSE-IRM | Capteur de patte compatible IRM pour Mousestat Jr. |
| Berceau pour rat | É ; quipment Vé ; té ; rinaire Minerve (France) | ||
| Bobine RF, Souris | MR Solutions Lt. (Royaume-Uni) | Bobine RF de volume de souris de 38 mm pour l’étude du corps de la souris | |
| Bobine RF, Rat | MR Solutions Lt. (Royaume-Uni) | 65 mm ; bobine RF de volume de rat pour les études du corps du rat | |
| Outils chirurgicaux | |||
| Abbocath 14G, 20G, 22G, 24G | Abbocath | 14G, 20G, 22G pour une utilisation comme sonde endotrachéale, 24G pour la perfusion intrapéritonéale d’anesthésie | |
| Ethilon 3-0 ; Suture FD-1 avec aiguille | Ethicon (États-Unis) | 663H | |
| Pince #55 | Dumont (Suisse) | 55 | |
| Ciseaux Metzenbaum | Outils scientifiques fins (Allemagne) | 14017-14 | |
| Porte-aiguille | Outils scientifiques fins (Allemagne) | 12005-15 | |
| Suture en soie tressée non résorbable 6/0 | Outils scientifiques fins (Allemagne) | 18020-60 | |
| Ciseaux à ressort | Outils scientifiques fins (Allemagne) | 15033-09 | |
| Ciseaux de ténotomie Stevens | Outils scientifiques fins (Allemagne) | 14064-11 | |
| Pince à attacher les sutures | Outils scientifiques fins (Allemagne) | 18025-10 | |
| Ruban medipore | 3M (États-Unis) | ||
| Médicament | |||
| Atropine 0,25 mg/mL | |||
| Dexmédétomidine 0,5 mg/mL Dexdormitor | Orion pharma (Finlande) | ||
| Pommade oculaire Duratears | Alcon Nederland BV (Pays-Bas) | ||
| L’isoflurane | AST pharma (France) | ||
| Kétamine 100 mg/mL Ketexx | Alfasan (Pays-Bas) | ||
| Vaseline de vaseline | Unilever (Pays-Bas) | ||
| Software | |||
| Elastix | Institut des sciences de l’image, UMC Utrecht (Pays-Bas) | ||
| Itksnap | Université de Pennsylvanie (États-Unis) | ||
| Matlab 2019a | Wolfram Research Inc (États-Unis) | ||
| Microdicom | Microdicom (Bulgarie) | ||
| Rétrospectif | Amsterdam UMC (Pays-Bas) |
Références
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Réimpressions et autorisations
