Le présent protocole décrit une méthode chirurgicale standardisée pour l’induction d’anévrismes carotidiens dans un modèle murin par une seule opération chirurgicale.
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Article de méthode
Un modèle murin de la formation d’un anévrisme carotidien
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Dans cet article
Résumé
Résumé
Les anévrismes cérébraux sont présents chez environ 2 à 5 % de la population et représentent un problème de santé publique important en raison de leurs taux élevés de mortalité et de morbidité lors de la rupture. Malgré les progrès de la recherche, le développement de modèles animaux efficaces et reproductibles reste un défi. Parmi les modèles disponibles, les anévrismes induits chirurgicalement sont largement utilisés ; Cependant, la complexité technique de ces procédures limite souvent leur accessibilité. Ces méthodes nécessitent une expertise chirurgicale approfondie et sont associées à des taux plus élevés de mortalité peropératoire ou à une formation incohérente d’anévrismes, ce qui peut compromettre la fiabilité des résultats expérimentaux. Pour remédier à ces limitations, cet article vidéo présente une procédure chirurgicale simplifiée pour induire des anévrismes carotidiens chez la souris, réalisée en une seule séance. Cette approche simplifiée a démontré un taux de réussite impressionnant de 87 % dans l’induction d’anévrismes carotidiens chez les souris femelles. En réduisant les défis techniques et en améliorant la reproductibilité, cette méthode offre une alternative pratique et fiable pour la recherche sur les anévrismes cérébraux. Son adoption généralisée pourrait faciliter les études standardisées, accélérer le développement de stratégies thérapeutiques et, en fin de compte, faire progresser notre compréhension de la physiopathologie des anévrismes.
Introduction
Les anévrismes cérébraux sont des dilatations localisées dans les parois des vaisseaux sanguins cérébraux, affectant environ 2 à 5 % de la population générale. La rupture de ces anévrismes peut entraîner une hémorragie sous-arachnoïdienne, qui entraîne des taux élevés de mortalité et de morbidité 1,2. La compréhension de la pathogenèse des anévrismes cérébraux et l’identification de cibles thérapeutiques potentielles nécessitent des modèles animaux fiables et reproductibles qui imitent la maladie humaine. Cet article présente une méthode chirurgicale standardisée pour induire des anévrismes carotidiens chez la souris, offrant une alternative pratique et efficaceaux modèles intracrâniens plus exigeants sur le plan technique3.
Le développement de cette technique est motivé par les défis associés aux modèles d’anévrisme cérébral existants. Les modèles d’anévrisme intracrânien, bien que largement utilisés, nécessitent des procédures chirurgicales complexes et sont limités par le petit calibre des vaisseaux intracrâniens, ce qui entrave leur utilité pour tester des dispositifs endovasculaires et d’autres interventions 4,5. De plus, les variations dans les méthodes utilisées d’une étude à l’autre, telles que les différences dans les concentrations d’élastase et les temps d’exposition, réduisent la reproductibilité et entravent les comparaisons entre les études. En normalisant la procédure, cette technique répond à ces limites et offre un taux de réussite élevé de l’induction d’un anévrisme avec un risque chirurgical minimal.
Par rapport aux méthodes alternatives, le modèle de l’anévrisme carotidien offre plusieurs avantages distincts. Tout d’abord, la procédure chirurgicale simplifiée réduit les barrières techniques, ce qui la rend plus accessible à un plus grand nombre de laboratoires. Deuxièmement, le calibre plus important de l’artère carotide par rapport aux vaisseaux intracrâniens facilite l’essai d’approches thérapeutiques, y compris les dispositifs endovasculaires. Des études antérieures ont démontré des variations de ce modèle avec des résultats prometteurs, mais des protocoles incohérents ont limité la reproductibilité 6,7. Notre approche affine ces méthodes, atteignant un taux de réussite de 87 % chez les souris femelles et assurant la cohérence entre les expériences.
Dans le contexte plus large de la littérature, les modèles animaux d’anévrismes cérébraux sont essentiels pour comprendre les mécanismes de la maladie, évaluer les cibles thérapeutiques et développer des stratégies d’intervention. Des modèles ont été développés chez diverses espèces, notamment le poisson zèbre, les rats, les lapins et les chiens, chacun avec des avantages et des limites uniques 3,8. Ce modèle d’anévrisme carotidien complète le répertoire existant en offrant un équilibre entre faisabilité technique et pertinence pour la maladie humaine, ce qui en fait une option idéale pour les chercheurs à la recherche d’un modèle fiable et reproductible pour les études précliniques.
Cette méthode est particulièrement bien adaptée aux laboratoires qui souhaitent étudier les fondements moléculaires et biomécaniques de la formation d’anévrismes, tester des agents pharmacologiques ou évaluer des dispositifs endovasculaires. Les chercheurs devraient se demander si les caractéristiques anatomiques et physiologiques de ce modèle correspondent à leurs objectifs expérimentaux spécifiques. En fournissant un protocole standardisé et reproductible, cette technique vise à faire progresser la recherche sur l’anévrisme cérébral et à favoriser une plus grande cohérence entre les études dans le domaine.
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Protocole
Le protocole animal a été approuvé par le comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université de Pittsburgh (IS00022015). Des souris femelles C57BL/6J de type sauvage (WT), âgées de 6 à 8 semaines, ont été utilisées pour les expériences. Les réactifs et l’équipement utilisés sont répertoriés dans la table des matériaux.
1. Préparation des animaux
- Induire une anesthésie.
- Placez la souris dans une chambre d’induction et administrez du gaz isoflurane à une concentration de 3 % à 4 % pour l’induction à l’aide d’un système de vaporisation d’anesthésie (selon les protocoles approuvés par l’établissement). Ajustez le débit à 1,0-1,5 L/min d’oxygène.
- Surveillez l’animal pour détecter des signes d’anesthésie complète (p. ex., absence de réponse aux stimuli externes et fréquence respiratoire réduite).
- Transfert sur le site chirurgical.
- Une fois la souris complètement anesthésiée, transférez-la au poste chirurgical tout en maintenant l’anesthésie à l’isoflurane à une concentration d’entretien de 1 à 3 % et à un débit d’oxygène de 0,8 à 1,0 L/min. Assurez-vous que la souris est connectée au système d’administration de l’anesthésie via un cône nasal.
- Maintien de la température.
- Placez la souris sur un coussin chauffant préréglé à 36 °C. Fixez une sonde de température pour surveiller en permanence la température corporelle tout au long de la procédure. Ajustez le réglage du coussin chauffant si nécessaire pour maintenir une température stable.
2. Préparation à l’intervention chirurgicale
- Immobiliser l’animal.
- Placez la souris en position couchée. Utilisez des bandes de ruban chirurgical pour fixer doucement chaque membre à la plate-forme chirurgicale, en veillant à ce que le corps soit stabilisé sans tension excessive.
- Rasez la zone du cou.
- À l’aide d’une petite tondeuse chirurgicale, rasez la fourrure de la région du cou (environ 2 cm x 2 cm). Enlevez les cheveux morts avec de la gaze chirurgicale stérile.
- Stérilisez le site chirurgical.
- Appliquez deux tours de solution de povidone iodée sur la région du cou à l’aide d’applicateurs à bout de coton, suivis de deux tours d’éthanol à 70 %. Laissez la zone sécher à l’air libre entre les applications pour assurer une bonne stérilisation.
3. Stade I : Ligature de l’artère carotide commune
- Confirmez l’anesthésie.
- Effectuez un test de pincement des orteils à l’aide d’une pince émoussée. L’absence de retrait ou de mouvement réflexe confirme une anesthésie adéquate.
- Effectuez une incision médiane.
- À l’aide de ciseaux chirurgicaux, faites une incision verticale de 1 cm le long de la ligne médiane du cou, en commençant juste en dessous de la mâchoire. Coupez à travers le derme et le fascia sous-jacent.
- Exposez la glande sous-maxillaire.
- À l’aide d’une pince émoussée, vous pouvez mobiliser la glande sous-maxillaire latéralement, en prenant soin de ne pas endommager les tissus environnants. Soulevez doucement la glande et séparez-la du sternum par dissection émoussée.
- Fixez la glande à l’aide d’un petit écarteur stérile ou d’une pince pour maintenir un champ opératoire dégagé.
- Exposer le muscle sterno-cléido-mastoïdien (SCM).
- Identifier visuellement le muscle sternocléido-mastoïdien ipsilatéral (SCM). Utilisez une pince émoussée pour soulever doucement le muscle et enfilez une suture en soie tressée 5-0 en dessous. Réfléchissez le muscle latéralement en tirant doucement sur la suture pour exposer la gaine carotidienne.
- Isolez l’artère carotide.
- Ouvrez la gaine carotidienne à l’aide d’une pince tranchante. Séparez soigneusement l’artère carotide de la veine jugulaire adjacente et du nerf vague.
- Pour améliorer la visibilité, insérez un brassard ou un écarteur en silicone stérile sous l’artère carotide. Évitez de causer un traumatisme à l’artère ou aux structures environnantes.
- Lister l’artère carotide.
- À l’aide d’une pince bien aiguë, prélevez l’artère carotide et enfilez une suture 9-0 en dessous. Faites un double nœud sécurisé pour ligaturer l’artère, en assurant une tension appropriée pour obstruer la circulation sanguine sans endommager le vaisseau. Coupez les extrémités des points de suture pour minimiser l’irritation des tissus.
- Fermez l’incision.
- Approchez les bords de la peau à l’aide d’une suture stérile en nylon (5-0) ou d’agrafes chirurgicales. Appliquez une légère pression avec de la gaze stérile pour assurer l’hémostase.
4. Soins postopératoires
- Surveillez l’animal.
- Observez quotidiennement l’animal pour détecter des signes cliniques de complications telles qu’une rupture prématurée de l’anévrisme (mise en évidence par une léthargie soudaine ou un hématome), un accident vasculaire cérébral, des convulsions ou une perte de poids significative (>10 % du poids de base).
- Euthanasier rapidement les animaux (conformément aux protocoles approuvés par l’établissement) qui présentent des symptômes graves afin de minimiser la douleur et la détresse.
- Soins des plaies
- Immédiatement après la chirurgie, appliquez un gel de lidocaïne à 4 % sur le site d’incision pour soulager la douleur locale. Appliquez une fine couche de pommade antibiotique (par exemple, de la bacitracine) pour prévenir l’infection. Répétez le soin des plaies tous les jours pendant au moins 3 jours ou jusqu’à ce que la plaie montre des signes de cicatrisation.
- Environnement de récupération
- Placez l’animal dans une cage de récupération propre avec une litière moelleuse. Assurez-vous d’avoir accès à des liquides réchauffés ou à un gel d’hydratation pour faciliter la récupération. Surveillez jusqu’à ce que l’animal soit complètement éveillé et mobile, puis ramenez-le dans son logement standard.
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Résultats
Au total, 15 souris femelles de type sauvage (WT) ont subi la procédure d’induction de l’anévrisme selon le protocole normalisé décrit (figure 1). Deux semaines après l’opération, la formation d’anévrisme a été obtenue avec succès chez environ 87 % des souris, comme le confirme l’examen morphologique macroscopique (figures 2 et 3). Ces résultats mettent en évidence l...
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Discussion
Le modèle d’anévrisme carotidien induit par la ligature de l’artère carotide a été initialement décrit dans les années 1970 par Yasargil et Matsuda, qui ont utilisé des greffes veineuses pour induire le développement d’anévrisme 9,10. Des modifications ultérieures apportées à cette technique, y compris l’ajout d’un traitement à l’élastase et d’une ligature carotidienne, ont permis de générer des anévrismes carotidiens plus gros d...
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Suture tressée absorbable 5-0 | Ethicon / Ethilon | J463G | |
| Suture monofilament non absorbable 5-0 | Ethicon / Ethilon | 8698G | |
| Suture monofilament non absorbable 9-0 | Ethicon / Ethilon | 2829G | |
| Serviettes de préparation à l’alcool | Medline | CUR45585RB | |
| Rasoir Animal Pocket Pro | Wahl | 9861-900 | |
| Pinces Dumont #5 | Roboz | RS-5058 | |
| Pinces à épiler en titane Dumont ; Modèle #5 | Roboz | RS-5050 | |
| Pince Graefe | Roboz | RS-5138 ; | |
| Pinces tissulaires Graefe | Roboz | RS-5155 | |
| lidocaïne, 4 %, topique | Medline | 52565-009-50 | |
| Micro-clip droit, 5 mm | Roboz | RS-5420 | |
| Ciseaux micro-disséqueurs | Roboz | RS-5610 | |
| Micro-Sclip droit, 8 mm | Roboz | RS-5424 | |
| pinces à moustiques, 4" | Roboz | RS-7100 | |
| Gants en nitrile | Fisherbrand | 19-130-1597 | |
| Pénicilline-Streptomycine | Thermo Fisher | 15140122 | |
| Élastase pancréatique porcine | Worthington | LS002274 | |
| Povidone-iode | Medline | MDS093943 | |
| ciseaux, extra-fins | Roboz | RS-5880 | |
| ciseaux, très bien | Roboz | RS-5840 | |
| Solution saline stérile à 0,9 % | Baxter | 2B1324X | |
| Applicateur en coton stérile | Dynarex | 4303 | |
| Serviettes chirurgicales jetables stériles, bleu | Medline | MDT2168202H | |
| Traitement de film transparent Tegaderm | 3M | 1624W |
Références
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Réimpressions et autorisations
