Method Article

Extraction d’ADN mycobactérien à l’aide d’un battage de billes dans un tampon personnalisé suivi d’un flux de travail NGS

DOI:

10.3791/68037

⸱

June 13th, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Experimental Medicine, University of California, San Francisco, 2DSI-NRF Centre of Excellence for Biomedical Tuberculosis Research, SAMRC for Tuberculosis Research, Division of Molecular Biology and Human Genetics, Faculty of Medicine and Health Sciences, Stellenbosch University, 3Division of Pulmonary and Critical Care Medicine, Zuckerberg San Francisco General Hospital and Trauma Centre, University of California, San Francisco

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole montre que le battage des billes combiné à la purification des billes de capture d’ADN fournit une méthode rapide et cohérente pour extraire l’ADN des échantillons de Mycobacterium tuberculosis , ce qui en fait un choix efficace pour les applications de séquençage de nouvelle génération.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La tuberculose est une maladie mortelle, et l’émergence d’une résistance aux antibiotiques chez la bactérie responsable de l’agent pathogène, Mycobacterium tuberculosis, aggrave les résultats du traitement. L’identification précise et rapide de la résistance aux médicaments grâce aux technologies de séquençage est nécessaire pour améliorer les résultats des patients atteints de tuberculose grâce à des schémas thérapeutiques adaptés. La méthode d’extraction de l’ADN est essentielle pour les tests moléculaires en aval et est compliquée par la paroi cellulaire dure de Mycobacterium, la faible charge bacillaire de nombreux échantillons cliniques et la complexité de la matrice des expectorations. Il existe de nombreuses méthodes d’extraction de l’ADN de M. tuberculosis , mais il n’existe actuellement aucun étalon-or. De plus, peu de ces méthodes se sont avérées efficaces de manière constante, et beaucoup ne conviennent pas aux milieux de lutte contre la tuberculose à faibles ressources et à forte charge. Par conséquent, les laboratoires introduisent fréquemment leurs propres modifications de procédures, ce qui entraîne une variabilité importante des méthodes. Ici, nous présentons un protocole rentable, rapide et standardisé pour l’extraction d’ADN mycobactérien à partir d’expectorations cliniques et de cultures qui produit de l’ADN adapté à la qPCR, et qui devrait être envisagé pour une utilisation dans les laboratoires de diagnostic clinique.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’extraction d’ADN de haute qualité de M. tuberculosis est nécessaire à la détection de la tuberculose résistante aux médicaments (TB) à l’aide du séquençage ciblé de nouvelle génération (NGS) et du séquençage du génome entier (WGS), mais elle est souvent négligée. Nous avons développé un protocole standardisé pour fournir un ADN cohérent et de haute qualité pour les applications cliniques NGS, y compris des approches NGS ciblées comme Deeplex-MycTB (GenoScreen) et le séquençage du génome entier, qui sont maintenant recommandées par l’Organisation mondiale de la santé (OMS) pour le diagnostic de la tuberculose résistante aux médicaments. Notamment, bien que l’OMS recommande ces stratégies de diagnostic basées sur le NGS, elle ne spécifie pas les protocoles d’extraction d’ADN particuliers pour les soutenir. Notre méthode peut être utilisée avec des tests approuvés par l’OMS ainsi qu’avec des technologies émergentes qui nécessitent de l’ADN mycobactérien de haute qualité.

Le défi d’extraction provient de la paroi cellulaire unique de M. tuberculosis, composée d’acides mycoliques et de lipides qui la rendent exceptionnellement difficile à ouvrir. Les solutions d’extraction actuellement publiées présentent des variations substantielles dans les méthodes de lyse (par exemple, sonication, chimique, chaleur et battement de billes) et d’extraction de l’ADN (par exemple, l’extraction au phénol-chloroforme, la précipitation de l’éthanol, les méthodes basées sur le CTAB et les méthodes basées sur la colonne et les billes), ce qui entraîne des différences dans le rendement, la pureté et la qualité de l’ADN 1,2,3,4,5,6,7,8 ,9,10,11,12,13,14,15,16. De plus, les groupes de recherche utilisent rarement la même méthode d’extraction d’ADN et mesurent souvent le succès différemment. Il est donc difficile de déterminer quelle méthode fonctionne le mieux, car l’approche optimale dépend du type d’application moléculaire. Par exemple, la résolution des variants structurels de M. tuberculosis dans les expectorations à l’aide du séquençage à lecture longue nécessite un ADN de meilleure qualité et une polymérase plus précise que l’utilisation d’un outil de diagnostic payant qui ne cible qu’une petite région de rpoB. Plusieurs facteurs compliquent davantage le succès de l’extraction de l’ADN. La quantité d’ADN que nous pouvons extraire varie en fonction du type d’échantillon, du nombre de bactéries présentes et de l’existence ou non de substances (ADN non mycobactérien co-extrait et inhibiteurs de PCR) qui interfèrent avec le processus. Même les aspects techniques, comme la précision avec laquelle un technicien de laboratoire pipette peut affecter les résultats. Les méthodes actuelles sont souvent insuffisantes lorsqu’il s’agit de traiter des échantillons présentant de faibles charges bactériennes ou des niveaux élevés d’ADN contaminant, ce qui est courant en milieu clinique 17,18,19.

Le battage des billes dans un tampon personnalisé, suivi d’un protocole de nettoyage des billes, offre des avantages clés par rapport aux autres méthodes. Il s’agit d’un flux de travail simple et rapide qui réduit les possibilités de variation dépendante de l’opérateur et maintient l’intégrité de l’ADN pour les applications NGS en aval. Cette approche standardisée convient particulièrement aux laboratoires cliniques qui recherchent des résultats fiables et reproductibles à l’aide de tests de résistance aux médicaments NGS recommandés par l’OMS et de toutes les applications WGS.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette étude a été menée à l’Université de Californie à San Francisco (UCSF) sous l’approbation du Comité institutionnel de biosécurité (BUA #BU198320-01GBUA/BABB) et suit les directives d’éthique de la recherche de l’UCSF. Nous avons obtenu des échantillons d’expectorations restants prélevés par Discovery Life Sciences dans le cadre d’un protocole de renonciation au consentement approuvé par l’IRB auprès de personnes atteintes d’affections respiratoires non liées à la tuberculose.

1. Préparation des tampons

  1. Tampon Triton personnalisé (tableau 1) : Pour préparer 100 mL de tampon Triton personnalisé, commencez par combiner 2 mL de 5 M de NaCl, 1 mL de 1 M de Tris-HCl (pH 8), 1 mL de Triton X-100 et 0,2 mL d’acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA) de 0,5 M. Ajouter de l’eau ultrapure pour porter le volume total à 100 ml. Filtrer et stériliser avant utilisation. Le tampon final contient 100 mM de NaCl, 10 mM de Tris-HCl, 1 mM d’EDTA et 1 % de Triton X-100.
  2. Faible teneur en EDTA (tableau 2) : Pour préparer 100 mL de tampon à faible teneur en EDTA, mélanger 1 mL de Tris-HCl 1M (pH 8) et 0,02 mL d’EDTA 0,5 M. Ajouter de l’eau ultrapure pour porter le volume total à 100 ml. La mémoire tampon finale contient 10 mM de Tris-HCl et 0,1 mM d’EDTA.

2. Préparation des tubes de lyse

  1. À l’aide d’une lame de scalpel, coupez soigneusement le fond d’un tube à vis de 1,5 ml juste en dessous du point d’inflexion.
  2. Coupez la pointe d’une pointe P1000, coupez un coin en forme de V près de l’extrémité et coincez-y le fond préparé du tube à bouchon à vis. Reportez-vous à la figure 1 pour un schéma de la pelle.
  3. Remplissez un récipient stérile (p. ex., un réservoir ou une boîte de Pétri) avec des billes de zircone-silicate de 0,1 mm et utilisez la cuillère préparée pour répartir une cuillère de billes (~200 mg) dans des tubes à bouchon à vis de 1,5 ml.

figure-protocol-1
Figure 1 : Pelle de distribution des billes en interne. La pelle a été conçue pour le transfert facile de ~200 mg de billes de zirconium de 0,1 mm dans des tubes de traitement. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

3. Préparation des contributions

REMARQUE : Toute la préparation des échantillons doit être effectuée conformément aux protocoles de biosécurité de votre établissement. Nous recommandons fortement de manipuler les matières infectieuses à l’intérieur d’une enceinte de biosécurité (ESB) de classe II afin de minimiser le risque d’exposition aux aérosols.

  1. Culture cellulaire bactérienne
    1. Centrifuger ~ 5 mL de culture de M. tuberculosis (MGIT ou culture liquide trouble) dans un tube de centrifugation conique de 15 mL à vitesse maximale (≥ 3 000 x g) pendant 10 min.
    2. À l’aide d’une pipette sérologique de 10 mL, prélever soigneusement tout le surnageant, sauf ~ 500 μL, sans déranger la pastille. Retirez le surnageant restant à l’aide d’une pipette P1000 sans déranger la pastille.
    3. Remettez le granulé en suspension dans 350 μL de tampon Triton personnalisé en le pipetant de haut en bas. Au besoin (c.-à-d. pour prélever des échantillons à traiter à l’extérieur d’une BSL-3), inactiver l’échantillon conformément aux procédures d’exploitation normalisées.
  2. Préparation des expectorations
    1. Transvaser 1 à 5 ml d’échantillon d’expectoration (spontané ou induit) dans un tube à centrifuger stérile de 50 ml.
  3. Liquéfaction de la TNT
    1. Ajouter quatre volumes de 100 mM de dithiothréitol à l’échantillon d’expectoration (le volume peut varier). Si vous utilisez un réactif commercial, suivez les instructions de dilution du fabricant.
    2. Tourbillonnez à fond pendant 30 s. Incuber à température ambiante (20-25 °C) pendant 7 min. Vortex à nouveau pendant 30 s.
    3. Répétez les étapes 3.3.1. et 3.3.2. 1x, pour les échantillons très visqueux, effectuer jusqu’à 5 cycles d’incubation-vortex.
    4. Centrifugeuse à vitesse maximale (≥ 3 000 x g) pendant 10 min. À l’aide d’une pipette sérologique de 10 ml, jeter soigneusement tout le surnageant, sauf ~ 500 μL. Retirez le surnageant restant à l’aide d’une pipette P1000 sans déranger la pastille.
    5. Remettez la pastille en suspension dans 350 μL de tampon Triton personnalisé.
  4. Liquéfaction NALC-NaOH
    1. Pour préparer la solution de NALC-NaOH, suivez les instructions du fabricant pour la préparation et la dilution.
    2. Ajouter quatre volumes de solution de NALC-NaOH à l’échantillon d’expectoration (spontané ou induit, le volume peut varier).
    3. Vortex pendant 30 s. Incuber à température ambiante (20-25 °C) pendant 7 min. Répétez les étapes 3.4.1 et 3.4.2. 1 fois. Pour les échantillons très visqueux, effectuez jusqu’à 5 cycles d’incubation-vortex.
    4. Ajouter du PBS à la marque de 50 ml. Vortex brièvement pour mélanger. Centrifugeuse à vitesse maximale (≥ 3 000 x g) pendant 10 min.
    5. À l’aide d’une pipette sérologique de 50 mL, jeter soigneusement tout le surnageant, sauf ~ 500 μL. Retirez le surnageant restant à l’aide d’une pipette P1000 sans déranger la pastille.
    6. Remettez la pastille en suspension dans 350 μL de tampon Triton personnalisé. Au besoin (c.-à-d. pour prélever des échantillons à traiter à l’extérieur d’une BSL-3), inactiver l’échantillon conformément aux procédures d’exploitation normalisées.

4. Extraction de l’ADN

  1. Transférez la suspension bactérienne inactivée (350 μL à partir de l’étape 3) dans un nouveau tube à bouchon à vis bien étiqueté de 1,5 ml contenant ~250 μL de billes de zircone-silicate de 0,1 mm.
  2. La bille a battu le lysat à 6,5 m/s pendant 45 s avec 2 min de repos entre les passages. Répétez l’opération pour un total de trois cycles de battage de billes.
  3. Centrifuger à vitesse maximale (≥ 12 000 x g) pendant 2 min et transférer 150 μL du surnageant dans un nouveau tube bien étiqueté. Veillez à ne pas transférer de billes ou de débris cellulaires.
  4. Laissez les billes magnétiques de nettoyage s’équilibrer à la température ambiante pendant 30 minutes et tourbillonnez complètement pour assurer une remise en suspension complète avant utilisation.
  5. Ajouter 180 μL (1,2 fois le volume) de billes magnétiques de nettoyage et mélanger en pipetant 10 fois de haut en bas. Incuber à température ambiante pendant 2 min.
  6. Placer sur une grille magnétique et attendre que la solution se dissipe pendant ~ 2 min. À l’aide d’une pipette P200, jeter soigneusement le surnageant sans déranger les billes magnétiques.
  7. Avec le tube toujours sur le support magnétique, ajoutez 500 μL d’éthanol à 70 % (v/v) fraîchement préparé, en distribuant le long de la paroi opposée du tube jusqu’aux billes magnétiques. Attendez 30 s.
  8. Répétez les étapes 4.5. - 4.7. pour un total de deux lavages. À la fin du dernier lavage, retirez l’éthanol résiduel à l’aide d’une pipette P10. Séchez brièvement les perles pendant ~ 2 min.
  9. Immédiatement après que la bille est devenue opaque, retirez le tube de la grille magnétique et mettez-le en suspension dans 20 μL de tampon Tris à faible teneur en EDTA. Ne laissez pas les billes devenir sèches et fissurées.
  10. Mélanger par pipetage ou vortex pour s’assurer que toutes les billes sont en solution. Incuber à température ambiante pendant 5 min.
  11. Placer sur une grille magnétique et attendre que la solution devienne claire pendant ~ 2 min. Transférez l’ADN élué dans un nouveau tube bien étiqueté pour une analyse en aval. Aspirez <20 μL d’ADN extrait pour éviter le transfert de billes magnétiques.

5. Dénombrement qPCR de l’ADN mycobactérien

  1. Pour quantifier l’ADN mycobactérien à l’aide d’une PCR quantitative ciblant 99 nucléotides de l’atpE mycobactérien (Rv1305), assembler un mélange réactionnel de 10 μL par échantillon sur de la glace contenant 5 μL de mélange maître de sonde universel (2x), 0,4 μL d’amorce directe (5'-AATTCCTGGTGTAGCGGTGGGG-3', 10 μM) et d’amorce inverse (5'-GTTTACGGCGTGGACTACCA-3', 10 μM), 0,2 μL de sonde TaqMan (5'-VIC-AGGAGGAACACCGGTGGCGA-MGB-3', 10 μM), 2 μL de matrice d’ADN et 2 μL d’eau exempte de nucléases (tableau 3).
  2. Exécutez la réaction en utilisant les conditions de cycle thermique suivantes : dénaturation initiale à 95 °C pendant 60 s, suivie de 35 cycles de 95 °C pendant 10 s et de 60 °C pendant 30 s (avec une capture ici, en utilisant un taux de rampe de 2,11 °C/s ; Tableau 4).
    REMARQUE : Dans ce cas, la qPCR a été réalisée à l’aide d’un test TaqMan avec une sonde marquée VIC sur un système de PCR en temps réel QuantStudio 3,
  3. Exécutez tous les échantillons, normes et contrôles en triplicats techniques. Générer des courbes standard en utilisant des dilutions en série d’ADN purifié de M. tuberculosis . Effectuez une analyse de quantification relative à l’aide d’un logiciel d’analyse.
  4. Exportez les valeurs de quantification relatives résultantes au format CSV et visualisez-les à l’aide de R Studio (version 2024.09.1+394) pour générer des boîtes à moustaches comparant les rendements en ADN entre les méthodes d’extraction.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous avons testé le protocole d’extraction d’ADN sur des échantillons d’expectorations cultivées de M. tuberculosis et de M. tuberculosis (n = 3 pour chaque condition). À l’aide de M. tuberculosis H37Rv mc² 7901 en culture, nous avons normalisé l’entrée à 8,4 x 106 cellules par 50 μL, ce qui équivaut à 1 mL d’une culture MGIT à 200 UG. Pour les expériences sur les expectorations, nous avons utilisé 1 mL d’expectorations provenant d’individus atteints d’affections respiratoires non TB...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dans ce travail, nous présentons un protocole robuste et validé pour l’extraction d’ADN de M. tuberculosis de haute qualité en utilisant le battage de billes avec nettoyage par billes magnétiques pour les applications moléculaires et NGS en aval.

La méthode offre plusieurs avantages par rapport aux protocoles existants d’extraction de l’ADN de M. tuberculosis . Alors que l’extraction traditionnelle au phénol-chloroforme prend généralement plu...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

R01AI153213 Institut national des allergies et des maladies infectieuses (NIAID).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Perles de zircone-silicate de 0,1 mmProduits BiospecRéférence 11079101zPerles utilisées pour l’étape de battement des billes pour lyser les cellules mycobactériennes
Perles AMPure XPBeckman CoulterRéf. A63880Perles magnétiques pour le nettoyage de l’ADN après la lyse
EDTA (0,5 M, pH 8,0)  ;Thermo Fisher ScientificAM9260GComposants tampons Triton/Low EDTA personnalisés
Fastprep 24MPbio, États-Unis116004500Équipement pour le battage des talons à 6,5 m/s
Introduction à l’avantThermo Fisher ScientificSynthèse sur mesureSéquence d’amorce : AATTCCTGGTGTAGCGGTGG
H2O (Eau, grade biologie moléculaire)Thermo Fisher ScientificRéf. BP2819-1Composants tampons Triton/Low EDTA personnalisés
Sonde universelle LunaBiolabs de la Nouvelle-AngleterreRéférence M3004Réactif qPCR pour le dénombrement de l’ADN mycobactérien
MycoPrep KitBDUGS/RÉF 240863Digestion d’échantillons BD MycoPrep pour le traitement des expectorations NALC-NaOH
NaCl (chlorure de sodium, solution 5M)Thermo Fisher ScientificAM9759Composants tampons Triton/Low EDTA personnalisés
PBSMillipore SigmaRéf. P2272Traitement des expectorations
Apprêt inverséThermo Fisher ScientificSynthèse sur mesureSéquence d’amorce : GTTTACGGCGTGGACTACCA
Sonde TaqManThermo Fisher ScientificSynthèse sur mesureSéquence de sonde : AGGAGGAACACCGGTGGCGA
Tris-HCl (1 m, pH 8,0)Thermo Fisher ScientificAM9855GComposants tampons Triton/Low EDTA personnalisés
Triton X-100Thermo Fisher Scientific28314Composants tampons Triton/Low EDTA personnalisés

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Jouet, A., et al. Deep amplicon sequencing for culture-free prediction of susceptibility or resistance to 13 anti-tuberculous drugs. Eur Respir J. 57 (3), 2002338(2021).
  2. George, S., et al. DNA Thermo-Protection Facilitates Whole Genome Sequencing of Mycobacteria Direct from Clinical Samples by the Nanopore Platform. bioRxiv. , (2020).
  3. Doyle, R. M., et al. Direct whole-genome sequencing of sputum accurately identifies drug-resistant mycobacterium tuberculosis faster than MGIT culture sequencing. J Clin Microbiol. 56 (8), e00666-e00718 (2018).
  4. Noordhoek, G. T., et al. Sensitivity and Specificity of PCR for Detection of Mycobacterium Tuberculosis: A Blind Comparison Study among Seven Laboratories. J Clin Microbiol. 32, (1994).
  5. Jaber, M., Rattan, A., Verma, A., Tyagi, J., Kumar, R. A simple method of DNA extraction from Mycobacterium tuberculosis. Tubercle Lung Dis. 76 (6), 578-581 (1995).
  6. Käser, M., Ruf, M. T., Hauser, J., Marsollier, L., Pluschke, G. Optimized method for preparation of DNA from pathogenic and environmental mycobacteria. Appl Environ Microbiol. 75 (2), 414-418 (2009).
  7. De Almeida, I. N., Da Silva Carvalho, W., Rossetti, M. L., Costa, E. R. D., De Miranda, S. S. Evaluation of Six Different DNA Extraction Methods for Detection of Mycobacterium Tuberculosis by Means of PCR-IS6110: Preliminary Study. BMC Res Notes. 6, 561(2013).
  8. Pan, S., et al. Comparison of four DNA extraction methods for detecting Mycobacterium tuberculosis by real-time PCR and its clinical application in pulmonary tuberculosis. J Thorac Dis. 5 (3), 251-257 (2013).
  9. Kelly-Cirino, C., Niles, J., Ray, B., Stewart, A. Maximizing Mycobacterium Tuberculosis DNA Yield for Molecular Methods with PrepIT.MAX. PD-WP-00045 (Issue 2/2015-11), Accessed January 27 (2020).
  10. Votintseva, A. A., et al. Same-day diagnostic and surveillance data for tuberculosis via whole-genome sequencing of direct respiratory samples. J Clin Microbiol. 55 (5), 1285-1298 (2017).
  11. Odumeru, J., Gao, A., Chen, S., Raymond, M., Mutharia, L. Use of the Bead Beater for Preparation of Mycobacterium Paratuberculosis Template DNA in Milk. Can J Vet Res. 65 (4), 201-205 (2001).
  12. Oh, T. S., et al. An Effective Method of RNA Extraction from Mycobacterium tuberculosis. Ann Clin Microbiol. 19 (1), 20-23 (2016).
  13. Miyata, M., et al. Assessment of the quality of dna extracted by two techniques from mycobacterium tuberculosis for fast molecular identification and genotyping. Braz J Microbiol. 42 (2), 774-777 (2011).
  14. Votintseva, A. A., et al. Mycobacterial DNA extraction for whole-genome sequencing from early positive liquid (MGIT) cultures. J Clin Microbiol. 53 (4), 1137-1143 (2015).
  15. Kolia-Diafouka, P., et al. Optimized Lysis-Extraction Method Combined With IS6110-Amplification for Detection of Mycobacterium tuberculosis in Paucibacillary Sputum Specimens. Front Microbiol. 9, 2224(2018).
  16. Bonnet, I., et al. A Comprehensive Evaluation of GeneLEAD VIII DNA Platform Combined to Deeplex Myc-TB Assay to Detect in 8 Days Drug Resistance to 13 Antituberculous Drugs and Transmission of Mycobacterium tuberculosis Complex Directly From Clinical Samples. Front Cell Infect Microbiol. 11, 707244(2021).
  17. Mann, B. C., et al. Systematic review and meta-analysis of protocols and yield of direct from sputum sequencing of Mycobacterium tuberculosis. bioRxiv. , (2024).
  18. Schwab, T. C., et al. Field evaluation of nanopore targeted next-generation sequencing to predict drug-resistant tuberculosis from native sputum in South Africa and Zambia. J Clin Microbiol. 63 (3), e0139024(2025).
  19. Colman, R. E., Seifert, M., De la Rossa, A., et al. Evaluating culture-free targeted next-generation sequencing for diagnosing drug-resistant tuberculosis: a multicentre clinical study of two end-to-end commercial workflows. Lancet Infect Dis. 25 (3), 325-334 (2025).
  20. Oberacker, P., et al. Bio-On-Magnetic-Beads (BOMB): Open platform for high-throughput nucleic acid extraction and manipulation. PLoS Biol. 17 (1), e3000107(2019).
  21. Limberis, J. D., Metcalfe, J. Z. Turbolysis: A low-cost, small footprint alternative to commercial bead beaters for cell lysis. HardwareX. 19, e00576(2024).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Mycobacterial DNA ExtractionBead BeatingCustom BufferTuberculosis DiagnosticsDrug Resistance DetectionSputum Sample ProcessingMagnetic Bead CleanupQuantitative PCRNext Generation SequencingCell Lysis

Related Articles