Ce protocole décrit une technique améliorée de transplantation orthotopique du poumon gauche chez le rat, en mettant l’accent sur la réduction des difficultés opérationnelles et l’amélioration des taux de survie.
Article de méthode
Transplantation orthotopique du poumon gauche chez le rat
* These authors contributed equally
Dans cet article
Résumé
Résumé
Le modèle de transplantation orthotopique du poumon gauche du rat est un outil essentiel dans la recherche sur la transplantation pulmonaire. Bien que la transplantation pulmonaire soit une procédure complexe, sa complexité est considérablement réduite avec l’introduction de la technique du brassard. La plupart des chirurgiens peuvent maîtriser cette technique après leur formation, mais son application a été limitée en raison de la longue courbe d’apprentissage et du faible taux de survie du modèle. Pour résoudre ces problèmes, nous proposons une technique améliorée à haute répétabilité, qui comprend le prélèvement, la modification et l’implantation de poumons de donneurs. Par rapport aux méthodes précédentes, nos améliorations se concentrent principalement sur la dissection du prélèvement de poumon de donneur, la modification du poumon du donneur et l’implantation du poumon du donneur. Cette modification simplifie la procédure, réduit les difficultés opérationnelles et augmente la répétabilité. De plus, les temps d’ischémie froide et d’ischémie chaude pendant la procédure ont été raccourcis, améliorant encore le taux de réussite de la transplantation. Nos recherches fournissent une base technique plus efficace et reproductible pour le modèle de transplantation pulmonaire de rat, soutenant ainsi les recherches futures sur la transplantation pulmonaire.
Introduction
La transplantation pulmonaire est actuellement le seul traitement efficace pour les maladies pulmonaires en phase terminale, qui se sont développées rapidement ces dernières années. À l’heure actuelle, plus de 100 000 opérations de transplantation pulmonaire ont été réalisées dans le monde1, mais les taux de survie à 5 ans et 10 ans après une transplantation pulmonaire ne sont que de 54 % et 32 %, respectivement2. Par rapport à d’autres greffes d’organes solides, le taux de survie après une transplantation pulmonaire doit être amélioré3. Diverses complications graves après une transplantation pulmonaire sont les principaux facteurs affectant le taux de survie des receveurs, notamment le dysfonctionnement primaire du greffon, le rejet aigu, le dysfonctionnement chronique de l’allogreffe pulmonaire et l’infection pulmonaire 4,5. Le modèle de transplantation pulmonaire de rat est un outil précieux pour étudier ces questions, mais son adoption généralisée a été entravée par des difficultés techniques. Bien que la procédure ait été signalée par plusieurs laboratoires, elle implique une courbe d’apprentissage abrupte, des taux de complications postopératoires élevés et de faibles taux de survie, ce qui limite son accessibilité pour les chercheurs.
Dans cette étude, nous présentons une technique améliorée de transplantation pulmonaire orthotopique conçue pour surmonter ces défis. Notre méthode s’appuie sur les protocoles existants, mais introduit des améliorations clés, notamment la préparation du ballonnet, la dissection de la structure hilaire, la fixation du poumon du donneur et les techniques d’anastomose optimisées. Ces améliorations permettent à la procédure d’être effectuée par un seul chirurgien avec un équipement minimal, réduisent la difficulté de l’anastomose, raccourcissent les temps d’ischémie froide et chaude et, en fin de compte, améliorent le taux de réussite du modèle. Cette approche vise à soutenir une recherche fondamentale plus robuste et reproductible dans le domaine de la transplantation pulmonaire.
Protocole
Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées par le Comité d’éthique animale de Guangzhou Lai’an Technology Co., Ltd. (Approbation n° G2024129). L’expérience a été menée sur des rats Lewis mâles âgés de 6 à 8 semaines et pesant de 250 à 300 g. Les rats ont été élevés sous un cycle lumière/obscurité de 12 heures (lumière : 25 lux) et avaient un accès libre à la nourriture et à l’eau.
1. Préparez les brassards (Figure 1)
- Préparez des cathéters et des lames intraveineux de 14 g et 16 g (figure 1A).
- Coupez les cathéters intraveineux en un brassard avec une queue à l’aide d’une lame. Divisez chaque brassard en un corps (2 à 3 mm de longueur) et une queue (2 à 3 mm de longueur) (figure 1B).
- Créez des égratignures superficielles sur le corps du brassard pour augmenter la friction pour la fixation des sutures.
REMARQUE : Conservez des brassards de 16 G pour les anastomoses de l’artère pulmonaire (PA) et de la veine pulmonaire (PV), et réservez des brassards de 14 G pour les connexions des bronches (Br) (Figure 1C).
2. Prélèvement de poumons chez un donneur (figure 2)
- Anesthésier le rat donneur par injection intrapéritonéale de pentobarbital (80 mg/kg). Placez le rat en décubitus dorsal sur la table d’opération, la tête surélevée et la queue abaissée, et hyperétendez le cou.
- Rétractez la langue vers l’extérieur et vers le haut, puis placez une lampe chirurgicale devant le cou comme source de lumière localisée pour obtenir une visualisation claire de l’ouverture de la glotte (Figure 2A).
- Insérez une canule intraveineuse de 14 G dans les voies respiratoires à travers la glotte.
- Réglez le ventilateur en mode contrôlé par pression, entrez les paramètres de poids, ajustez la pression à 15 cmH2O et connectez le ventilateur.
- Vérifiez si la montée et la descente de la poitrine correspondent à la fréquence du ventilateur pour vous assurer que le cathéter intraveineux est dans les voies respiratoires.
- Réparez les membres et la tête, désinfectez la poitrine et l’abdomen, soulevez la peau abdominale avec une pince à épiler et utilisez des ciseaux pour couper la peau de l’abdomen, de la poitrine et de l’avant du cou.
- Faites une incision médiane, coupez la paroi abdominale et injectez de l’héparine à une dose de 1 000 UI/kg à travers la veine de la cavité péritonéale exposée pendant 3 minutes pour assurer une héparinisation systémique.
- Coupez le diaphragme et coupez la cavité thoracique à partir du milieu du sternum. Fixez la paroi thoracique des deux côtés avec des hémostats. Retirez le thymus et exposez complètement la structure anatomique des organes de la cavité thoracique.
- Coupez tour à tour la veine cave supérieure, la veine cave inférieure et les auricules gauche et droite. Injecter lentement une solution saline froide à l’aide d’une seringue de 20 mL dans la racine de l’AP pour une perfusion à basse pression jusqu’à ce que le poumon du donneur devienne complètement blanc (figure 2B).
- Clamper le Br du poumon du donneur à l’aide d’une pince hémostatique. Soulevez le Br et coupez les tissus connectés au poumon du donneur. Retirez le cœur et le poumon du donneur en bloc et faites-les tremper dans une solution saline prérefroidie (Figure 2C).
REMARQUE : Le clampage de Br alors que le poumon du donneur est dans l’état inspiratoire peut garantir que les alvéoles du poumon du donneur ne s’effondreront pas.
3. Modification du poumon du donneur (figure 3)
- Placez le bloc cœur-poumon sur de la glace au microscope. Saisissez la trachée avec un hémostatique et fixez-la dans de la pâte à modeler.
- Couvrez les poumons gauche et droit avec du papier pour lentille stérile humide, séparez autant que possible les poumons gauche et droit et exposez complètement la structure anatomique du hile pulmonaire.
- Séparez l’AP, le Br et le PV au microscope à l’aide d’une pince et ligaturez le Br près du poumon avec des sutures chirurgicales 6-0 (Figure 3A-C).
- Extrayez le PA, le Br et le PV du brassard composé respectivement de brassard d’indentation veineuse 16 G, 14 G et 16 G. Fixez les parois du tube au brassard à l’aide de 8-0 sutures chirurgicales (Figure 3D-F).
- Conservez les poumons modifiés du donneur dans une solution saline, repositionnés sur de la glace, et attendez l’implantation.
4. Implantation pulmonaire d’un donneur (Figure 4)
- Anesthésier les rats receveurs avec une injection intrapéritonéale de pentobarbital (70 mg/kg) et intuber en utilisant la même méthode que pour les étapes 2.1-2.3.
- Épiler la région thoraco-dorsale gauche du receveur, positionner le receveur dans la posture du décubitus latéral droit sur une table d’opération thermostatique et désinfecter le champ opératoire avec de l’alcool à 75 %.
- Faites une incision à travers la peau et la paroi thoracique à l’endroit où l’impulsion apicale est la plus proéminente (dans le quatrième espace intercostal) pour pénétrer dans la cavité thoracique.
- Utilisez un écarteur de paupière pour ouvrir la cavité thoracique. Poussez doucement le poumon gauche de côté avec un coton-tige humide pour exposer le ligament pulmonaire inférieur, puis transectez brusquement le ligament.
- Saisissez le poumon gauche avec une pince et rétractez-le à l’extérieur de la cavité thoracique. Fixez le hile du poumon avec un hémostat et fixez-le à l’incision thoracique ventrale. Utilisez de la pâte à modeler pour stabiliser davantage l’hémostat du côté du receveur (Figure 4A).
- Retirez le tissu autour du poumon gauche, disséquez le hile pulmonaire et séparez le PA, le PV et le Br.
- Clampez les extrémités proximales du PA, du Br et du PV à l’aide de pinces vasculaires (Figure 4B).
- Utilisation 8-0 suture chirurgicale pour pré-attacher l’AP, le Br et le PV du receveur, assurant une anastomose rapide lors de l’implantation du poumon du donneur (Figure 4C).
- Coupez une plate-forme sur le poumon gauche du receveur clampé pour faciliter la mise en place du poumon du donneur. Faites une petite incision à l’extrémité distale de l’AP, du Br et du PV du receveur (Figure 4D).
- Rincez le PA et le PV avec une solution saline héparinée pour éviter la formation de thrombus (Figure 4E).
- Retirez le poumon du donneur de la glace et placez-le sur la plate-forme pulmonaire gauche du receveur. Soulevez un côté de l’ouverture de la coupe à l’aide d’une pince, puis implantez les brassards du PA, du Br et du PV dans le receveur de manière séquentielle et ligaturez-les (Figure 4F,G).
REMARQUE : La séquence d’anastomose doit être effectuée comme suit : anastomose d’abord le PA, suivi du Br, et enfin, du PV. - Ouvrez le clip micro-hémostatique et observez le poumon du donneur passer progressivement du blanc au rouge. Inspectez et assurez-vous qu’il n’y a pas de saignement au site anastomotique (Figure 4H).
- Retirez le poumon gauche du receveur et renvoyez le poumon du donneur dans la cavité thoracique (figures 4I et J).
- Augmentez de manière appropriée la pression du ventilateur pour assurer une expansion adéquate des alvéoles dans le poumon du donneur.
REMARQUE : En mode de ventilation à pression contrôlée, la pression ne doit pas dépasser 25 cmH2O. Au cours de la procédure, les paramètres du ventilateur sont ajustés en fonction de l’état du receveur. Si le receveur présente des respirations haletantes, cela suggère la présence d’une hypoxie et les paramètres du ventilateur doivent être rapidement ajustés en conséquence. - Essuyez la cavité thoracique à l’aide d’une boule de coton stérile, puis fermez-la couche par couche (Figure 4K).
- Attendez que le receveur récupère progressivement la respiration spontanée, puis retirez le ventilateur et observez. Lorsque la fréquence respiratoire spontanée atteint environ 100 fois par minute, retirez la sonde endotrachéale (Figure 4L).
REMARQUE : Les signes indiquant que le receveur est prêt à être retiré du ventilateur après avoir récupéré la respiration spontanée comprennent le mouvement des moustaches, le mouvement des membres et une courbe respiratoire irrégulière sur l’écran du ventilateur. - Hébergez les récipients dans des cages individuelles avec un accès libre à la nourriture et à l’eau, et maintenez la température à ~22 °C.
- Administrer des injections sous-cutanées de méloxicam (5 mg/kg) aux receveurs pendant 3 jours consécutifs pour soulager la douleur.
Résultats
Nous avons enregistré le temps opératoire de chaque étape du processus de transplantation pulmonaire chez 30 rats. Le tableau 1 indique le moment de la préparation du brassard, du prélèvement dans les poumons du donneur, de l’ischémie froide et de l’ischémie chaude. En utilisant notre méthode améliorée, après une formation préliminaire, le taux de réussite de la chirurgie de transplantation a atteint 100 %. Cette technologie peut soutenir la recherche ultérieure sur les complications après une transplantation pulmonaire. Nous utilisons cette technologie depuis plus de 2 ans. Les figures suivantes illustrent notre processus depuis la fabrication du brassard (Figure 1), l’extraction du poumon du donneur (Figure 2C), la modification du poumon du donneur (Figure 3), l’implantation du poumon du donneur (Figure 4) et l’évaluation des résultats chirurgicaux (Figure 5). Six mois après la greffe syngénique, nous avons effectué une imagerie par tomodensitométrie (TDM) et une évaluation pathologique sur les receveurs. Nous avons constaté que la ventilation des poumons transplantés était bonne en imagerie CT, similaire à celle du groupe d’opération simulée (uniquement thoracotomie sans transplantation pulmonaire) ; il n’y avait pas de différence significative dans l’aspect macroscopique des poumons ex vivo entre le groupe d’opération simulée et le poumon droit autologue, et aucun changement pathologique évident n’a été observé dans les résultats de coloration à l’hématoxyline-éosine (HE). En résumé, notre transplantation de poumon orthotopique orthotopique du poumon gauche de rat a été couronnée de succès, et la maturité de cette technologie a jeté les bases de la construction d’autres modèles de maladies après la transplantation pulmonaire.
Figure 1 : Préparation du brassard. (A) Différentes tailles de canules IV et de lames de coupe du brassard. (B) Grossissement de 5x. Couper le brassard au microscope. Barre d’échelle = 1 mm. (C) Brassards pour le PA (16 G), le PV (16 G) et le Br (14 G). Abréviations : IV = intraveineuse ; PA = artère pulmonaire ; PV = veine pulmonaire ; Br = bronches. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Prélèvement dans les poumons d’un donneur. (A) Intubation endotrachéale chez le donneur. (B) Perfusion pulmonaire du donneur. (C) Placez le poumon du donneur perfusé propre sur de la glace. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Modification du poumon du donneur. (A) Libérez l’AP. (B) Libérez et ligaturez le Br. (C) Libérez le PV (D-F) Fixez successivement le PA, le Br et le PV au brassard. Toutes les images microscopiques ont été capturées à un grossissement de 5x. Barre d’échelle = 1 mm. Abréviations : PA = artère pulmonaire ; PV = veine pulmonaire ; Br = bronches. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Implantation du poumon d’un donneur. (A) Le receveur a été fixé sur la table d’opération thermostatique ; la paroi thoracique a été ouverte ; et le poumon gauche a été rétracté et fixé sur l’incision. (B) Libérer et bloquer les structures hilaires. (C) Nœud chirurgical pré-attaché. (D) Faites une petite incision à l’extrémité distale du PA, du Br et du PV. (E) Rincer avec une solution saline héparinisée. (F,G) Anastomose de PA, Br et PV en séquence. (H) Ouvrez le clip hémostatique pour permettre la ventilation et la circulation sanguine. (I) Résection du poumon gauche du receveur. (J) Renvoyez le poumon du donneur dans la cavité thoracique. (K) Fermeture du coffre. (L) Attendre que le destinataire se réveille. Toutes les images microscopiques ont été capturées à un grossissement de 5x. Barre d’échelle = 1 mm. Abréviations : PA = artère pulmonaire ; PV = veine pulmonaire ; Br = bronches. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Évaluation post-transplantation. Le groupe d’opération simulée n’a subi qu’une thoracotomie sans transplantation. L’imagerie par tomodensitométrie et l’évaluation pathologique des échantillons ont été réalisées 6 mois plus tard. Le groupe greffé a reçu une transplantation syngénique et a subi une imagerie par tomodensitométrie et une évaluation pathologique 6 mois plus tard. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| procédure | Temps de fonctionnement (min) |
| Préparation du brassard | 3.2±0.38 |
| Prélèvement pulmonaire chez le donneur | 9,85±0,60 |
| Ischémie par le froid | 29,96±2,77 |
| Ischémie chaude | 12.62±2.35 |
Tableau 1 : Temps de fonctionnement de chaque procédure. Préparation du brassard : le temps total nécessaire pour fabriquer trois brassards (y compris les brassards pour PA, PV et Br), Prélèvement du poumon du donneur : le temps nécessaire pour retirer le poumon du donneur du donneur. Ischémie froide : la durée pendant laquelle le poumon du donneur est maintenu sur la glace. Ischémie chaude : le temps écoulé entre le retrait du poumon du donneur de la glace et la reperfusion. Abréviations : PA = artère pulmonaire ; PV = veine pulmonaire ; Br = bronches.
Discussion
Le modèle de transplantation pulmonaire de rat est un modèle couramment utilisé dans le domaine de la recherche fondamentale sur la transplantation pulmonaire. Il peut bien simuler le processus physiopathologique de la transplantation pulmonaire humaine. Les rats ont également les avantages d’une reproduction rapide et d’un faible coût. Mizuta et al.6 ont utilisé pour la première fois la technologie du brassard en 1989 pour réduire considérablement la difficulté de ce modèle. Cependant, en raison de la complexité de l’opération, de nombreux chercheurs hésitent encore.
Dans le processus de préparation des brassards, la plupart des chercheurs ont fabriqué des brassards avec des formes similaires. Wu et al.7 ont fait une dépression au milieu du brassard pour empêcher le nœud de glisser pendant le processus d’anastomose, mais ils avaient besoin de deux personnes pour effectuer l’anastomose, ce qui augmenterait sans aucun doute les coûts de main-d’œuvre et de matériel. Certains chercheurs ont également modifié la queue du brassard pour la rendre plus lisse8, mais ils n’ont pas retiré la queue du brassard avant d’implanter le brassard dans le receveur, ce qui a permis au brassard de provoquer facilement la torsion ou le pliage des vaisseaux sanguins et des voies respiratoires chez le receveur.
En ce qui concerne le choix de la taille du brassard, des études antérieures ont suggéré qu’un brassard de 18 G devrait être utilisé pour l’AP lorsque le poids du receveur est inférieur à 270 g, et qu’un brassard de 16 G devrait être utilisé lorsque le poids du receveur dépasse 270 g9. Certains chercheurs utilisent également uniformément un brassard de 18 G 7,10. En ce qui concerne la modification du poumon du donneur, Tian et al.8 ont placé le poumon du donneur dans une boîte de culture qu’ils avaient eux-mêmes conçue pour fixer les vaisseaux sanguins pulmonaires et le Br afin de faciliter leur fixation sur le brassard. Cependant, cette méthode nécessite une pince vasculaire spéciale et n’a aucun avantage à réduire le temps d’ischémie à froid du poumon donneur. Dans le processus d’anastomose du receveur, des études récentes ont rapporté une méthode d’anastomose pendulaire8. Cependant, cette méthode a des exigences rigoureuses pour les instruments et l’équipement. Les débutants ont souvent du mal à obtenir certains équipements clés et sont confrontés au risque d’une longue période d’anastomose et même d’une déchirure vasculaire en raison de la tension élevée pendant le processus d’anastomose.
Certains chercheurs effectuent d’abord une anastomose PV au cours du processus d’anastomose. Ils pensent que l’anastomose PV est l’étape la plus difficile. L’anastomosation du PV en premier peut garantir que le poumon du donneur dispose de suffisamment d’espace pour se déplacer. Cependant, comme le PV est plus résistant que le Br et le PA, cela entraîne un risque de chute du brassard PV ou même de déchirure veineuse lors de l’anastomosation du Br et du PA10. Certains chercheurs ont essayé de réduire la tension pendant l’anastomose en utilisant la position semi-couchée droite 8,11 ou la position couchée. Cependant, la méthode de rembourrage de la poitrine droite modifiera l’angle du tube endotrachéal et augmentera la pression des voies respiratoires7. Les chercheurs ci-dessus ont innové dans la production de ballonnets, la modification du poumon du donneur et l’implantation du poumon du donneur. Bien que ce modèle ait été amélioré par de nombreux chercheurs, il n’a pas été largement promu et appliqué.
Dans notre étude, nous avons amélioré la production de ballonnets, la modification des poumons du donneur et l’implantation des poumons du donneur dans l’espoir que les chercheurs puissent maîtriser ce modèle plus rapidement. Nous avons choisi une canule à aiguille veineuse à demeure de 16 G comme brassard PA car le brassard 16 G peut être facilement anastomosé aux artères avec une meilleure ténacité, et il y a suffisamment d’espace dans le brassard pour assurer une bonne circulation sanguine. Étant donné que le brassard de 18 G est nettement plus petit que le diamètre intérieur de l’AP du receveur, cela n’est pas propice à une circulation sanguine régulière, et pendant le processus d’anastomose, le brassard est trop petit et manque de friction suffisante entre la paroi de l’AP du receveur, ce qui augmente la difficulté de l’anastomose et fait facilement glisser le brassard.
En ce qui concerne le choix de la taille des brassards Br et PV, la plupart des chercheurs ont une opinion relativement cohérente. Il convient de noter que pour minimiser l’apparition d’une obstruction anastomotique Br, le brassard Br choisi doit être aussi grand que possible. Dans le traitement du brassard, Hiroaki et al.6 ont fait des encoches à la surface du brassard pour augmenter la friction, et certains chercheurs ont utilisé des brassards sans queues12,13. Dans notre étude, un brassard avec une queue a été utilisé pour faciliter la fixation avec une pince hémostatique. Après que le PA, le Br et le PV aient été réparés, la queue a été retirée. Cette méthode permet de gagner du temps dans la fixation du PA, du Br et du PV sur le brassard et peut prévenir les dommages aux vaisseaux sanguins et aux poumons du donneur en raison du mouvement de la queue du ballonnet chez le receveur après l’anastomose.
Lors de la modification du poumon donneur, la structure anatomique complexe augmente le temps d’ischémie froide du poumon donneur. Dans cette étude, la surface et le fond du poumon du donneur ont été recouverts d’un papier de lentille stérile précoupé, et le poumon du donneur a été placé sur une boîte de culture stérile, puis placé sur de la glace pour modification. Le papier stérile couvrant la surface du poumon du donneur a été légèrement imbibé d’une solution saline pré-refroidie. Cela assure non seulement l’humidification du poumon du donneur et empêche le poumon du donneur d’être endommagé par des forceps, mais fournit également une friction suffisante pour ajuster la position des poumons gauche et droit lors de la séparation de la structure hilaire, afin d’exposer complètement la structure anatomique hilaire et de séparer rapidement le PA, le Br et le PV de la face dorsale du poumon donneur. Dans des études précédentes, de la gaze a été placée à la surface du poumon du donneur 7,10,14. En raison du grand espace au milieu de la gaze, le poumon du donneur a été facilement endommagé par des forceps pendant le processus de séparation, ce qui a finalement conduit à un pneumothorax. Notre méthode peut rapidement libérer les structures PA, Br, PV et autres et raccourcir le temps d’ischémie froide du poumon donneur.
Au cours de la phase d’implantation du poumon du donneur, la fixation du poumon gauche du receveur dans la région antérieure du thorax s’aligne plus étroitement avec la structure anatomique du receveur. Nous avons significativement réduit la tension anastomotique entre le poumon du donneur et les vaisseaux sanguins et les bronches du receveur, réduisant ainsi la difficulté chirurgicale et le risque de complications postopératoires. De plus, l’espace thoracique postérieur est relativement plus grand, ce qui facilite la manipulation des instruments chirurgicaux et l’implantation du poumon du donneur. En revanche, la plupart des études précédentes ont fixé le poumon gauche du receveur sur la face dorsale 7,8,12. Cette approche génère une plus grande tension pendant le processus d’anastomose, augmentant la difficulté chirurgicale et le risque de complications postopératoires. De plus, l’espace opératoire limité dans la cavité thoracique antérieure peut limiter la flexibilité des instruments chirurgicaux.
Enfin, cette approche nécessite une rétraction importante du poumon du receveur, ce qui peut augmenter le risque de blessure mécanique. De plus, nous avons conservé le poumon gauche du receveur avant l’anastomose et ajusté une plate-forme dessus. Cela a facilité un meilleur placement du poumon du donneur et un ajustement de sa position pendant l’anastomose. Dans des études précédentes, le moignon pulmonaire du receveur a été complètement enlevé avant l’anastomose, et le PA, le PV et le Br ont été clampés avec des instruments de fixation15, ce qui pouvait facilement provoquer une déchirure vasculaire. Avant l’anastomose, une solution saline héparinisée doit être utilisée pour l’irrigation vasculaire afin d’éliminer les caillots sanguins et de prévenir les complications thromboemboliques. Cela a été rapporté dans de nombreuses études antérieures 7,10,16. Cependant, de nombreux chercheurs n’ont pas prêté attention au fait que des bulles d’air peuvent facilement être introduites pendant le processus d’anastomose, entraînant une embolie gazeuse. Dans notre procédure, nous utilisons un coton-tige fin pour éliminer les plus grosses bulles d’air des vaisseaux sanguins du receveur et du brassard du donneur, prévenant ainsi efficacement l’embolie gazeuse. Les petites bulles peuvent être absorbées et ne causent pas de problèmes importants.
Dans la procédure anastomotique, l’artère pulmonaire (PA) est abordée en premier, suivie de la bronche (Br), se terminant par la veine pulmonaire. Cette approche séquentielle est adoptée stratégiquement en raison de l’élasticité supérieure de l’AP, qui minimise le risque de lésion vasculaire ou de déplacement du ballonnet causé par une tension excessive lors de l’anastomose veineuse ultérieure. L’anastomose primaire de la PV ou de la Br peut prédisposer à une déchirure vasculaire ou bronchique, ainsi qu’à une migration de la coiffe en raison de complications liées à la tension. Grâce à des protocoles de formation systématiques et à une pratique répétitive, cette séquence optimisée a démontré des avantages significatifs dans la réduction de la complexité technique et l’amélioration des taux de réussite opérationnelle. Notamment, notre approche a atteint un taux de réussite anastomotique de 100 %, dépassant les résultats rapportés dans des études comparables. Au cours de la procédure d’implantation, l’opérateur n’a qu’à rétracter le bord de l’incision d’une seule main, insérer le brassard du donneur dans la lumière receveuse et le fixer avec un nœud d’une seule main. Cette technique, qui permet de fixer et de nouer d’une seule main, réduit considérablement les besoins en personnel et améliore l’efficacité chirurgicale. Ainsi, notre étude a amélioré la méthode de transplantation orthotopique du poumon gauche du rat, réduit le temps et la difficulté de l’opération chirurgicale, et amélioré la répétabilité de ce modèle.
Déclarations de divulgation
Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (subvention n° 82470103), la subvention spéciale de recherche de la Fondation médicale Wu Jieping (n° 320.6750.2025-01-1), l’Association chinoise d’éducation médicale (subvention n° 100). ZJWYH-2023-YIZHI-003), le projet de recherche en épidémiologie clinique du laboratoire clé d’État des maladies respiratoires (subvention n°. SKLRD-L-202504), le projet de technologie des caractéristiques cliniques de Guangzhou (subvention n° 2023C-TS10) et le grand projet de recherche clinique dans le cadre du programme d’amélioration des capacités de recherche de l’Université de médecine de Guangzhou (subvention n° GMUCR2024-01007).
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| 0,9 % de solution saline | Hopebio | HBPP008-100 | |
| Boîte de Pétri stérile de 10 cm | Beckman | Boîte de Pétri en plastique de 10 cm | |
| Fil guide d’intubation trachéale 16 G | véga | - | |
| Pince fine Dumont #7-courbée/11,5 cm | F.S.T | 11271-30 | |
| Ciseaux à œil 10 cm droits pointus | Jingzhong | N° Y00030 | |
| Pince hémostatique (dent pleine incurvée) | Jingzhong | J31180 | |
| Solution d’héparine sodique | Leagene | Réf. R10119 | |
| Aiguille Introcan 14 G aiguille papillon | B.Braun | Réf. 4254210B | |
| Aiguille Introcan 16 G aiguille papillon | B.Braun | Réf. 4254171B | |
| Lampe LED à source de lumière froide à double fibre | RWD | 76312 | |
| Papier de nettoyage des verres | Kimberly | 34155 | |
| rats Lewis ; | Guangzhou Dean Gene Technology Co., LTD. (Guangzhou, Chine) | ||
| Cotons-tiges médicaux | Gagnant/Wenjian | 10 cm x 50 pièces | |
| Porte-aiguille médical | Chenghe | - | |
| Seringue stérile médicale | Gagnant/Wenjian | 20ml | |
| Ciseaux médico-chirurgicaux 12,5 cm droits tranchants | Pulun | Réf. PL1251 | |
| Ruban médical | Wenxian | 1527 | |
| Pinces à tissus médicaux | RWD | J30607 | |
| Écarteur de paupière médical en titane | Youdikang | - | |
| Micro pince incurvée | Jingzhong | JzCrWA3050 0,3/140 mm | |
| Pince hémostatique micro vasculaire 12,5 cm incurvée | Jinzhong | Réf. W40350 | |
| Pince hémostatique microvasculaire 12,5 cm droite | Jinzhong | Réf. W40340 | |
| Micro-CT | Pinseng | SNC-100 | |
| Pinces vasculaires miniatures | F.S.T | 18055-06 | |
| Appareil d’anesthésie multicanal pour petits animaux | RWD | R550 | |
| Kit de coagulation neurochirurgicale, kit de coagulation | F.S.T | 18010-00 | |
| Pentobarbital sodique | Sigma | Réf. P3761 | |
| Cotons-tiges pointus | Autre | 1000 pièces | |
| Plateforme d’intubation rat/souris | Puxin | - | |
| Système de bain-marie rat/souris (peropératoire) 10-65 ° ; C Régulation de la température, 310 x 290 MM, 220 V | Huayang | 36-0041 | |
| Pince microscopique médicale Shanghai Golden Bell Pince fine Microscopique Flexion droite Instruments chirurgicaux à micro-main Instruments microscopiques | Jingzhong | Réf. WA1020 | |
| Shanghai Pudong Jinhuan Sutures chirurgicales résorbables médicales Sutures stériles avec élévations d’implantation d’aiguille (4-0) | Shanghai Pudong Jinhuan | 473445 | |
| Ventilateurs pour petits animaux | Kent Scientific | RoVent Jr | |
| Système d’isolation par bain d’eau pour petits animaux | HUAYON | TG-TP-BL | |
| Ciseaux à ressort (grands) | Jing Zhong | JzCrWA1020 | |
| Pince anti-moustiques médicale en acier inoxydable | Jiate | LZ1021 | |
| Poignée plate en acier incurvée non dentée 0,3 dents | Zhenbang (Médical) | Denté avec crochet/plate-forme pour le nouage | |
| Poignée plate en acier, droite, non dentée, 0,3 dents | Zhenbang (Médical) | Denté avec crochet/plate-forme pour le nouage | |
| Boules de coton stériles | Boshengtianai | Petite taille | |
| Gaze stérile | Hisern | 6 cm x 8 cm | |
| Suture à l’aiguille | Lingqiao | 8-0 | |
| Suture à l’aiguille | Lingqiao | 6-0 | |
| Pince à épiler Dumont #5 Forceps, droite | F.S.T | 11254-20 | |
| Argile ultra-légère | Bokee | CQNT-24 | |
| Support de pince vasculaire | RWD | Référence R34001-14 |
Références
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- Kulkarni, H. S., et al. Bronchiolitis obliterans syndrome-free survival after lung transplantation: An International Society for Heart and Lung Transplantation Thoracic Transplant Registry analysis. J Heart Lung Transplant. 38 (1), 5-16 (2019).
- Bos, S., Vos, R., Van Raemdonck, D. E., Verleden, G. M. Survival in adult lung transplantation: where are we in 2020. Curr Opin Organ Transplant. 25 (3), 268-273 (2020).
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- Khush, K. K., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-sixth adult heart transplantation report - 2019; focus theme: Donor and recipient size match. J Heart Lung Transplant. 38 (10), 1056-1066 (2019).
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- Tian, D., Shiiya, H., Sato, M., Nakajima, J. Rat lung transplantation model: modifications of the cuff technique. Ann Transl Med. 8 (6), 407(2020).
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Réimpressions et autorisations
