Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Évaluation de la fonction ventriculaire droite dans des modèles expérimentaux d’hypertension artérielle pulmonaire

1.3K vues

⸱

DOI :

10.3791/68248

⸱

27 juin 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Pulmonary Investigation, Institute of Biophysics Carlos Chagas Filho, Federal University of Rio de Janeiro

Dans cet article

Résumé

La présentation de méthodes détaillées pour l’évaluation de la fonction du ventricule droit améliorera la qualité et la fiabilité de la recherche sur l’hypertension pulmonaire, offrant un cadre solide pour les études futures et améliorant la reproductibilité entre les différents laboratoires.

Résumé

L’hypertension pulmonaire (HTP) est une maladie chronique associée à une survie réduite, ce qui en fait un domaine de recherche essentiel. Les modèles expérimentaux de l’HTP ont considérablement amélioré notre compréhension de sa physiopathologie et facilité la conception d’essais observationnels et cliniques de petite envergure. Cependant, il est crucial d’établir des méthodologies standardisées pour assurer la comparabilité entre les différentes études expérimentales et les différents groupes de recherche. La normalisation améliore non seulement la reproductibilité, mais favorise également la collaboration entre les équipes de recherche.

Dans cette vidéo, nous décrivons les étapes méthodologiques nécessaires pour analyser avec précision les paramètres fonctionnels du PH. Il s’agit notamment de l’évaluation échocardiographique, de la ponction invasive du ventricule droit (VD) et du calcul de l’indice de Fulton. En ce qui concerne l’échocardiographie, la mesure du temps d’accélération artérielle pulmonaire et du rapport de temps d’éjection pulmonaire, ainsi que le calcul de la puissance RV, sont présentés en détail. En ce qui concerne les mesures invasives, les procédures essentielles, y compris les protocoles d’anesthésie, le positionnement optimal de l’animal, la configuration de la ventilation mécanique, l’ouverture précise de la paroi thoracique, la visualisation du VR et les techniques de ponction du VR, sont décrites.

La méthodologie de la dissection ventriculaire (indice de Fulton) est expliquée en détail, ainsi que le calcul du rapport RV/ventricule gauche plus septum, corrigé du poids corporel de l’animal. Nous pensons que la présentation détaillée de ces méthodes améliorera la qualité et la fiabilité de la recherche sur l’HTP, en offrant un cadre solide pour les études futures et en améliorant la reproductibilité entre les différents laboratoires.

Introduction

Une mesure fonctionnelle adéquate de la fonction du ventricule droit (VD) chez les petits animaux est devenue essentielle depuis l’augmentation des études utilisant des modèles animaux dans les sciences respiratoires et cardiovasculaires. Il existe plusieurs modèles animaux d’hypertension pulmonaire (HTP), en utilisant la monocrotaline1, l’hypoxie2 ou l’hypoxie Sugen + 3. Ils ont bien servi à démêler de nouvelles voies physiopathologiques 1,4 et à étudier de nouveaux traitements pharmacologiques5 et non pharmacologiques6 potentiels pour l’HTP. Néanmoins, malgré l’agent causal qui conduit au phénotype de l’HTP, la mesure fonctionnelle de la performance du VD suscite des inquiétudes, principalement parce que la fonction du VD (1) est généralement (1) le principal résultat adopté par les études précliniques7 ; (2) différents types d’équipement sont disponibles pour effectuer l’échocardiographie et la ponction invasive de la chambre du VD ; (3) une expertise en anesthésie et certaines connaissances sur la ventilation mécanique invasive chez les petits animaux sont requises, ainsi que la reconnaissance d’une fenêtre adéquate pour l’évaluation du rotavirus.

Selon les 3R des études précliniques (remplacement, réduction et raffinement), la réduction est alignée pour élargir les méthodes qui aident à obtenir des niveaux d’information comparables, ce qui augmente la reproductibilité8. Ainsi, le nombre d’animaux sera réduit dans la recherche principalement en raison de stratégies telles qu’une conception expérimentale appropriée, une évaluation statistique correcte et le partage des pratiques et des connaissances. Dans la présente étude méthodologique, trois techniques différentes sont présentées après l’induction de l’HTAP (Figure 1). La première est la mesure non invasive de la fonction du VD par échocardiographie transthoracique. Les images sont obtenues à partir de vues de l’axe parasternal long et court. Le diamètre du conduit de sortie du VR, le temps d’accélération pulmonaire (PAT) et le temps d’éjection pulmonaire (TEP) sont évalués à l’aide d’un Doppler à ondes pulsées. Le rapport PAT/PET est calculé et utilisé comme indice indirect de l’hypertension artérielle pulmonaire (HTAP)9,10. La seconde est la ponction invasive du VR. Habituellement, un système d’acquisition de données physiologiques est utilisé, enregistrant en continu sur un ordinateur exécutant un logiciel sur mesure. La pression systolique ventriculaire droite invasive (RVSP) et la pression artérielle pulmonaire moyenne sont souvent utilisées comme critères de jugement principaux dans différentes études7. Le troisième est l’indice d’hypertrophie ventriculaire droite, également appelé indice de Fulton11, qui est le rapport entre le VD et le ventricule gauche (VG) plus le poids du septum interventriculaire (S) (RV/LV + S), corrigé du poids corporel de l’animal. La présentation de méthodes détaillées pour l’évaluation de la fonction du VD améliorera la qualité et la fiabilité de la recherche sur l’HTP, offrant un cadre solide pour les études futures et améliorant la reproductibilité entre différents laboratoires.

figure-introduction-1
Figure 1 : Organigramme. Illustration sommaire des protocoles décrits dans cet article. Abréviations : ECHO = échocardiographie ; VG = ventricule gauche ; HTAP = hypertension artérielle pulmonaire ; RV = ventricule droit ; HVR = hypertrophie ventriculaire droite ; RVSP = pression systolique ventriculaire droite ; S = septum interventriculaire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Le protocole d’étude a été approuvé par le Comité d’éthique de l’utilisation des animaux (CEUA) de l’Université fédérale de Rio de Janeiro sous le numéro de procédure 043/22. Toutes les procédures étaient conformes aux Principes de soins aux animaux de laboratoire et au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire de l’Académie nationale des sciences des États-Unis. L’étude a suivi les directives ARRIVE11.

1. Préparation des animaux et protocole expérimental

  1. Calculez le nombre d’animaux indiqué précédemment: 12.
    REMARQUE : En tenant compte du fait que les différences de RVSP entre CTRL et HAP ont atteint une taille d’effet de d = 3,95, en supposant un rapport de taille d’échantillon de 1 et une puissance statistique (1-β = 0,8) pour identifier les différences significatives (α = 0,05), trois animaux par groupe étaient nécessaires dans ce protocole.
  2. Répartir au hasard (six) rats Wistar mâles (220 ± 10 g) pour recevoir une injection intrapéritonéale (i.p.) de monocrotaline (60 mg/kg ; groupe des HAP, n = 3) ou une solution saline (1 mL/kg ; Groupe CTRL, n = 3).
  3. Le 28e jour, mesurez les paramètres cardiovasculaires et euthanasiez les animaux par exsanguination par une transsection de l’aorte abdominale.

2. Échocardiographie

  1. Configuration du système d’électrocardiographie
    1. Vérifiez si le câble d’alimentation est correctement connecté à l’appareil et à la prise. Appuyez sur le bouton POWER du panneau de commande pendant quelques secondes jusqu’à ce que le système démarre.
    2. Assurez-vous que la sonde est correctement connectée.
    3. Sélectionnez PATIENT dans la base de données pour enregistrer l’identifiant de l’animal et commencer la procédure.
    4. Éteignez le transducteur en appuyant sur le bouton de congélation (figure-protocol-1) du panneau de commande tout en préparant l’animal à préserver la durée de vie utile de l’appareil.
  2. Procédure d’électrocardiographie
    1. Configurez l’appareil d’anesthésie avec 2,5 % d’isoflurane et une décharge d’oxygène de 1 L/min.
    2. Mettez l’animal dans la chambre de l’appareil d’anesthésie. Une fois que l’animal est sous sédation, positionnez-le en position couchée, fixez les pattes supérieures à la table d’opération avec du ruban adhésif et fixez le masque de l’appareil d’anesthésie au museau de l’animal. Pour éviter de réveiller l’animal, assurez-vous de changer le bouton bascule de l’appareil d’anesthésie de CHAMBRE à MASQUE.
      1. Évaluer le niveau d’anesthésie en évaluant le diamètre de la pupille, la position et la réponse à la lumière ; position de la membrane nictitante ; et le mouvement en réponse à la stimulation de la queue. Commencer les expériences lorsque les réponses à un stimulus sonore (claquement de mains), ainsi que la stimulation des moustaches et la réponse de la pince de queue, sont absentes13.
    3. Utilisez un pansement de gaze avec un détergent et de l’eau pour mouiller la fourrure de la poitrine de l’animal anesthésié. Rasez la fourrure de la poitrine de l’animal à l’aide d’une lame de rasoir attachée à la pince Kelly. Appliquez une quantité généreuse de gel conducteur sur la poitrine de l’animal.
    4. Appuyez sur le bouton 2D du panneau de commande.
    5. Placez le transducteur entre le troisième et le cinquième espace intercostal pour acquérir l’axe court. Dirigez le transducteur vers l’épaule gauche de l’animal (angle de 90° par rapport au sternum), capturant une image en coupe transversale au niveau de la base du cœur, ce qui permet de visualiser le VD, la valve aortique, la valve pulmonaire et l’oreillette gauche (figure 2A).
    6. Appuyez sur le bouton de gel (figure-protocol-2) du panneau de commande pour figer l’image et appuyez sur le bouton d’enregistrement (figure-protocol-3) du panneau de commande pour enregistrer l’image.
    7. Lorsque l’angle correct est trouvé, restez dans cette position et appuyez sur le bouton d’ondes pulsées (PW) du panneau de commande pour obtenir le mode Doppler spectral à ondes pulsées (Figure 2B).
    8. Utilisez la boule de commande sur le panneau de commande pour déplacer le curseur jaune (gauche ou droite/haut ou bas) sur un écran et le positionner sur la valve pulmonaire.
    9. Appuyez sur le bouton cinq (5) du panneau de commande pour obtenir la courbe de flux sanguin à travers la valve pulmonaire.
      ÉTAPE CRITIQUE : Pour obtenir une bonne image, assurez-vous que la courbe est intensément blanche et que l’acoustique est forte et claire.
    10. Positionnez la sonde entre le troisième et le cinquième espace intercostal pour acquérir l’axe long. Dirigez le transducteur vers l’épaule droite de l’animal (angle de 45° à 60° par rapport au sternum), en capturant une image de la section longitudinale, ce qui permet de visualiser le ventricule gauche, le ventricule droit, l’oreillette gauche, la valve mitrale et la valve aortique (figure 2C).
    11. Appuyez sur le bouton de gel (figure-protocol-4) du panneau de commande pour figer l’image et appuyez sur le bouton d’enregistrement (figure-protocol-5) du panneau de commande pour enregistrer l’image.
    12. Appuyez sur le bouton FIN D’EXAMEN sur le panneau de commande pour terminer l’expérience et enregistrer les images dans la base de données des patients.
  3. Analyse des données
    1. Configuration du système d’électrocardiographie :
      1. Vérifiez si le câble d’alimentation est correctement connecté à l’appareil et à la prise. Appuyez sur le bouton POWER pendant quelques secondes jusqu’à ce que le système démarre.
      2. Sélectionnez RECHERCHER sur un écran et choisissez l’ID d’animal correspondant dans la base de données pour commencer l’analyse.
      3. Appuyez sur le bouton SONOVIEW du panneau de commande. Cliquez une fois dans l’image sur un écran pour lancer l’analyse.
        REMARQUE : L’image est délimitée par une ligne pointillée. Cette ligne doit être continue après avoir cliqué pour lancer l’analyse.
      4. À l’aide de la boule de commande, sélectionnez l’image de l’axe court en mode Doppler spectral à ondes pulsées dans le coin droit de l’écran.
      5. Appuyez sur le bouton de la calculatrice (figure-protocol-6) sur le panneau de commande et sélectionnez le paramètre fréquence cardiaque (FC) sur un écran. À l’aide de la boule de commande, positionnez la ligne du curseur de crête à crête de deux courbes. Faites-le trois fois pour obtenir la valeur moyenne.
      6. Appuyez sur la touche du calculateur (figure-protocol-7) sur le panneau de commande et sélectionnez le paramètre Valve pulmonaire (PV) et après le paramètre Temps d’accélération de la valve pulmonaire (PV AccT/ET) sur un écran. À l’aide de la boule de commande, positionnez la ligne du curseur du début au sommet de la courbe. Ensuite, positionnez la ligne du début à la fin de la même courbe. Effectuez cette opération trois fois pour obtenir la valeur moyenne (Figure 3A).
      7. Enregistrez les données en appuyant sur le bouton d’enregistrement (figure-protocol-8) du panneau de configuration.
      8. À l’aide de la boule de commande, sélectionnez l’image de l’axe long dans le coin droit de l’écran.
      9. Appuyez sur le bouton de la calculatrice (figure-protocol-9) sur le panneau de commande et sélectionnez le paramètre Conduit d’éjection ventriculaire droit (RVOT) et le paramètre Diamètre de la voie d’éjection ventriculaire droite (RVOT DIAM) après paramètre Diamètre de la voie d’éjection ventriculaire droite (RVOT DIAM) sur un écran. À l’aide de la boule de commande, positionnez le curseur d’une paroi du VR à l’autre paroi. Effectuez cette opération trois fois pour obtenir la valeur moyenne (Figure 3B).
      10. Enregistrez les images avec les données en appuyant sur le bouton d’enregistrement (figure-protocol-10) du panneau de configuration.
      11. Transférez les images sur le disque dur externe. Sélectionnez RECHERCHER sur un écran et l’identifiant de l’animal correspondant dans la base de données. Sélectionnez EXPORTER sur un écran et choisissez le disque dur externe.

figure-protocol-11
Figure 2 : Fenêtre parasternale de l’échocardiographie transthoracique. Image schématique de la position de la sonde pour l’acquisition d’images en coupe transversale et d’une image représentative de l’axe court en mode (A) 2D et (B) en mode Doppler spectral à ondes pulsées, et en (C) axe long. Abréviations : Ao = aorte ; AV = valve aortique ; CTRL = contrôle ; LA = oreillette gauche ; VG = ventricule gauche ; MV = valve mitrale ; HTAP = hypertension artérielle pulmonaire ; RA = oreillette droite ; RV = ventricule droit. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-protocol-12
Figure 3 : Analyse des données d’échocardiographie transthoracique. (A) Image représentative de la position de la ligne pointillée pour le calcul du rapport PAT/TEP, et (B) Image représentative de la position du connecteur pour analyser le diamètre de sortie du ventricule droit. Abréviations : FC = fréquence cardiaque ; PAT = temps d’accélération de l’artère pulmonaire ; TEP = temps d’éjection pulmonaire ; PV AccT = temps d’accélération de la valve pulmonaire ; PV ET = temps d’éjection de la valve pulmonaire ; PV AccT/ET = rapport temps d’accélération de la valve pulmonaire / temps d’éjection de la valve pulmonaire ; RVOT Diam = diamètre de la voie d’éjection ventriculaire droite ; Zone RVOT = zone de la voie d’éjection ventriculaire droite. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

3. Pression systolique ventriculaire droite

  1. Préparation de la pression systolique ventriculaire droite
    1. Ventilateur mécanique : Régler sur le ventilateur mécanique les paramètres suivants : Fraction d’oxygène inspiré (FiO 2 ), 21 % ; volume courant, 8 mL/kg ; fréquence respiratoire, 70 bpm ; et pression positive en fin d’expiration (PEP), 3 cmH2O.
    2. Moniteur et transducteur de signal : Connectez l’ensemble de veines du cuir chevelu 19 G utilisé pour la ponction à un moniteur afin que la pression puisse être visualisée.
    3. Procédure de mise à zéro du transducteur de pression de l’enregistreur physiologique multicanaux :
      1. Connectez le transducteur de pression au câble hémodynamique approprié et au canal du moniteur multiparamètre.
      2. Alignez le transducteur de pression et l’extrémité de la veine du cuir chevelu à une hauteur similaire du thorax de l’animal.
      3. Appuyez sur le bouton zéro dans l’écran multiparamètre. Déplacez la veine du cuir chevelu connectée au transducteur de pression vers le haut et vers le bas, et vérifiez si les valeurs augmentent et diminuent, respectivement.
        ÉTAPE CRITIQUE : L’ensemble des veines du cuir chevelu doit être rempli d’une solution saline héparinée pour assurer une bonne transmission du signal. Évitez les bulles d’air dans la ligne pour éviter les interférences de signal.
    4. Procédure d’étalonnage du transducteur de pression de l’enregistreur physiologique multicanaux : À l’aide d’un tensiomètre externe et analogique, vérifiez si la pression appliquée dans le transducteur de pression est similaire à celle observée sur l’écran du moniteur multipamètre. Si ce n’est pas le cas, ajustez le gain du canal.
    5. Pour un ordinateur doté d’un système d’acquisition dédié ouvert, définissez le logiciel :
      1. Ouvrez le programme et cliquez sur DataAcquisitionSystem à l’écran. Cela ouvre la fenêtre où le signal de pression peut être surveillé.
      2. Dans cette fenêtre, cliquez sur la flèche blanche sur un écran dans le coin supérieur gauche.
      3. Une fenêtre contextuelle s’affiche pour vous inviter à configurer ; cliquez sur OK.
      4. Dans la nouvelle fenêtre, accédez à Canal physique, puis cliquez sur Parcourir.
      5. À l’aide de la touche CTRL d’un clavier, sélectionnez tous les canaux à l’exception de « ai7 », puis cliquez sur OK.
      6. Sous Canal physique, reportez-vous à la section Configuration du terminal d’entrée définie par défaut. Utilisez les flèches latérales pour le changer en RSE, puis cliquez sur OK.
      7. Une nouvelle fenêtre s’ouvrira où l’acquisition du signal pourra être vérifiée et la ligne de base pourra être calibrée. Appuyez sur Load Configuration, sélectionnez le fichier de configuration approprié, puis appuyez sur Load Signals sur le côté droit de la fenêtre.
      8. Attendez 5 à 10 s pour que le signal apparaisse à l’écran. Une fois visible, cliquez sur Signal 0, sélectionnez Signal 6, puis cliquez sur Zéro ligne de base.
      9. Accédez au répertoire de fichiers et choisissez l’emplacement où les données seront enregistrées pendant l’expérience. Cliquez sur Dossier actuel dans le coin inférieur droit.
      10. Maintenant que tous les paramètres sont définis dans le logiciel, cliquez sur OK. Revenez à la fenêtre principale du programme et cliquez sur Acquérir. Le programme commencera l’acquisition du signal.
      11. Dans le coin inférieur droit, sélectionnez le signal en fonction de la configuration (signal 6).
        REMARQUE : Assurez-vous que le signal sur l’écran de l’ordinateur correspond au signal sur le moniteur du transducteur et fluctue lorsque l’ensemble des veines du cuir chevelu est déplacé. Si ce n’est pas le cas, dépannez la transmission du signal avant de continuer.
  2. Procédure de pression systolique ventriculaire droite
    1. Après l’échocardiographie, administrer une combinaison i.p. de 87,5 mg/kg de kétamine et de 12,5 mg/kg de xylazine pour anesthésier l’animal.
    2. Une fois que l’animal est sous sédation, administrez 400 μL de lidocaïne par voie sous-cutanée (s.c.) dans la région trachéale.
  3. Trachéotomie
    1. Une fois que l’animal est sous sédation, placez-le en position couchée et fixez le dessus des pattes avec du ruban adhésif sur la table d’opération sur une source de chaleur pour maintenir la température corporelle (par exemple, une table d’opération chauffée).
    2. Nettoyez la zone de la gorge avec de l’alcool à 70 %. Ensuite, utilisez un pansement de gaze avec un détergent et de l’eau pour mouiller la fourrure sur la gorge de l’animal anesthésié. Rasez la fourrure de la gorge de l’animal à l’aide d’une lame de rasoir attachée à la pince Kelly.
    3. Faites une incision dans la peau à l’aide d’une pince à tissus avec des dents et des ciseaux.
    4. Exposez la trachée en rétractant la glande sous-maxillaire et en disséquant brutalement les muscles environnants à l’aide d’une pince à dents et d’une pince Kelly incurvée.
    5. Passez soigneusement une ligne de suture sous la trachée à l’aide d’une pince Kelly incurvée.
    6. À l’aide des extrémités libres de la ligne de suture, soulevez doucement la trachée pour une meilleure visualisation et faites une petite incision entre deux anneaux de cartilage à l’aide d’une lame de scalpel. Faites attention aux anneaux cartilagineux pour éviter de couper le larynx.
    7. Insérez doucement la canule de trachéotomie avec l’extrémité biseautée vers le bas, et après l’avoir positionnée correctement, tournez-la vers le haut, en avançant d’environ cinq anneaux mais pas plus profondément.
      REMARQUE : Si la canule de trachéotomie contient du mucus, il est nécessaire de l’expirer avec une seringue avant de la fixer au ventilateur mécanique.
    8. Fixez la canule avec la ligne de suture, en vous assurant qu’elle reste en place.
    9. Administrer 2 mg/kg de bromure de pancuronium pour paralyser les muscles de l’animal.
      REMARQUE : Le bromure de pancuronium peut être injecté par voie intraveineuse à travers un cathéter de veine caudale ou par voie intrapéritonéale.
    10. Connectez l’animal au ventilateur mécanique, testé et configuré en mode de ventilation à volume contrôlé.
    11. Une fois l’animal trachéostomisé et connecté au ventilateur mécanique, procédez à l’exposition du cœur.
  4. Cathétérisme
    1. Nettoyez la poitrine avec de l’alcool à 70 %. Ensuite, utilisez un pansement de gaze avec un détergent et de l’eau pour mouiller la fourrure sur la poitrine de l’animal anesthésié. Rasez la fourrure de la poitrine de l’animal à l’aide d’une lame de rasoir attachée à la pince Kelly.
    2. Pour ouvrir la cavité thoracique, faites une incision dans la peau à partir de la base de l’apophyse xiphoïde, en vous arrêtant à environ 0,5 cm sous le site de la trachéotomie.
    3. Coupez les muscles intercostaux internes et externes pour exposer les côtes et le sternum.
    4. Exposez le cœur en coupant le sternum avec des ciseaux et utilisez des pinces Kelly pour tenir chaque côté de la cavité thoracique afin d’un meilleur accès au VR.
      REMARQUE : Coupez toujours le long du sternum pour minimiser les saignements excessifs, qui pourraient nuire à la visibilité.
    5. Le cœur est recouvert par le péricarde. Retirez cette fine membrane à l’aide d’une pince afin de différencier les cavités cardiaques.
    6. Maintenant que l’animal a été trachéotmis, connecté au ventilateur et que le cœur est exposé, procédez à la ponction ventriculaire droite.
    7. Assurez-vous que l’ordinateur est allumé, que LabView est ouvert et que la ligne de base est configurée pour l’acquisition du signal avant d’évaluer le RVSP. Localisez le VD, en utilisant la branche interventriculaire des artères coronaires comme référence. Cette branche est visible et indique la position du septum interventriculaire, séparant les ventricules droit et gauche.
    8. Dans le logiciel, vérifiez que l’acquisition du signal a commencé. Cliquez sur le bouton d’enregistrement sur un écran et entrez l’ID de l’animal.
    9. À l’aide de l’ensemble de veines du cuir chevelu héparinisé rempli de solution saline de 19 G, percez légèrement au-dessus du point de référence, en veillant à ce que l’aiguille ne soit pas insérée trop profondément.
      ÉTAPE CRITIQUE : Une insertion excessive de l’aiguille pourrait perforer le ventricule gauche, produisant des pressions sans rapport avec l’artère pulmonaire.
    10. Vérifier la précision de la ponction par les valeurs de pression obtenues : RVSP chez les animaux témoins, 10-20 mmHg ; RVSP chez les animaux atteints d’hypertension artérielle pulmonaire, jusqu’à 60 mmHg ; la pression acquise >80 mmHg indique que la canule a probablement atteint le ventricule gauche (Figure 4B).
    11. Enregistrez au moins 10 pics d’ondes de pression stables pour garantir la fiabilité des données.
    12. À la fin de l’acquisition du signal, administrer de l’héparine à l’animal pour le prélèvement sanguin par ponction du ventricule gauche ou de la veine cave abdominale à l’aide d’une seringue héparinisée.
      REMARQUE : L’héparine peut être injectée par voie intraveineuse à travers un cathéter veineux de la queue ou directement dans le ventricule gauche.
    13. Après le prélèvement sanguin, euthanasier l’animal par exsanguination en coupant la veine cave abdominale et procéder au prélèvement d’organes pour une analyse plus approfondie.
    14. Enregistrez le signal dans le répertoire de fichiers choisi au début de l’expérience. Transférez les images sur le disque dur externe en sélectionnant les fichiers dans le dossier de l’ordinateur et copiez/collez les fichiers .bin sur un disque dur externe.

4. Analyse des données

REMARQUE : vérifiez le code de routine utilisé dans MATLAB pour analyser le signal de la sonde pour RVSP (Fichier supplémentaire 1). Il a été développé en fonction des besoins de ce projet de recherche.

  1. Ouvrez le programme, cliquez sur le bouton Rechercher Coller (figure-protocol-13) sur l’écran MATLAB, puis sélectionnez le fichier sur le disque dur interne de l’ordinateur qui contient le code approprié.
  2. Dans le coin gauche de l’écran MATLAB, observez la liste des fichiers contenant les codes de chaque canal reconnu par la sonde.
  3. Choisissez le code de configuration de canal qui a été choisi au début de l’expérience pour détecter le signal (canal 6).
  4. Appuyez sur le bouton d’exécution (figure-protocol-14) et sélectionnez le fichier .bin sur le disque dur externe à analyser.
    ÉTAPE CRITIQUE : Dans le coin inférieur droit, changez le type d’archive de Tous les fichiers MATLAB à Tous les fichiers, sinon les fichiers .bin n’apparaîtront pas.
  5. Sélectionnez la meilleure zone de la courbe en cliquant une fois au début et une fois à la fin. La meilleure zone est celle avec les courbes les plus homogènes, avec des pics et des creux visuellement égaux (Figure 4A).
  6. Sélectionnez 10 s de la courbe en cliquant une fois au début (0 s) et une fois à la fin (10 s) (Figure 4A).
    REMARQUE : L’axe X représente le temps en secondes et l’axe Y représente la pression en mmHg.
  7. Ajustez la ligne de base en soustrayant la valeur de creux la plus basse dans la fenêtre de commande et en appuyant sur la touche ENTRÉE du clavier. Le logiciel génère automatiquement toutes les données (Figure 4A).
  8. Observez les données présentées dans deux colonnes ; Le premier est le moment du pic et le second est la valeur du pic (pression).
    REMARQUE : Les courbes obtenues à partir de la ponction représentent les pressions systolique (crête) et diastolique (creux) du VD. L’analyse MATLAB présente les deux valeurs.
  9. Copiez et collez les données de la pression systolique dans un fichier .txt et supprimez les valeurs se rapportant au temps.
  10. Remplacez tous les points par des virgules dans le fichier .txt pour pouvoir obtenir la moyenne.
  11. Sélectionnez 10 valeurs de pression de pointe et faites-en la moyenne.

figure-protocol-15
Figure 4 : Analyse des données de pression systolique ventriculaire droite. (A) Images représentatives des étapes de sélection des zones de la courbe lors de l’analyse. (B) L’exemple d’une courbe montre un pic d’environ 80 mmHg, indiquant que la ponction était suffisamment profonde pour atteindre le ventricule gauche. Après avoir tiré doucement vers l’arrière, il a atteint la cavité du ventricule droit. Il est possible de le voir dans la courbe qui apparaît sur la première étape. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

5. Indice d’hypertrophie ventriculaire droite

  1. Procédure
    1. Au début du protocole expérimental, mesurez le poids corporel de l’animal.
    2. Après avoir mesuré le RVSP, euthanasier l’animal par exsanguination et prélever les organes de la cavité thoracique en bloc pour séparer le cœur de l’animal euthanasié.
    3. Disséquez les vaisseaux à la base du cœur (aorte, artère pulmonaire, veine cave et veines pulmonaires).
      ÉTAPE CRITIQUE : Attention à ne pas disséquer les oreillettes droite et gauche.
    4. Séchez le cœur avec de la gaze et notez le poids du cœur entier sec mesuré sur la balance de précision.
    5. Disséquez les oreillettes gauche et droite et jetez-les.
    6. Séparez le RV du VG associé au S.
    7. Séchez chaque composant, disséquez avec de la gaze et enregistrez le poids du RV et du LV + S mesuré séparément sur la balance de précision.
  2. Analyse des données
    1. Calculez l’indice d’hypertrophie ventriculaire droite comme l’indice de Fulton, qui permet d’évaluer l’hypertrophie du VD en comparant le poids de la paroi libre du VD avec le poids des parois LV + S corrigé par le poids corporel :
      figure-protocol-16
      REMARQUE : Indice de Fulton chez les animaux témoins, jusqu’à 0,4 mg ; Indice de Fulton chez les animaux atteints d’HTAP >0,4 mg.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Pour les analyses statistiques, la normalité et la variance de chaque variable ont été testées à l’aide du test de Shapiro-Wilk. Les données sont présentées sous forme de moyennes ±écart-type. Le test t non apparié a été utilisé pour comparer les concentrations de particules dans les groupes témoin (CTRL) et l’hypertension artérielle pulmonaire (HAP) (p<0,05).

Altérations échocardiographiques dans le modèle animal de l’HTAP
La figure 4

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

L’HTAP est une maladie progressive caractérisée par un remodelage vasculaire excessif, qui favorise une augmentation de la résistance vasculaire pulmonaire, entraînant une augmentation de la postcharge VD14. En conséquence, le RVSP représente une variable fonctionnelle qui est directement corrélée à la gravité de l’HTAP15. Au fil du temps, la réponse adaptative du VD est une hypertrophie concentrique compensatoire (mesurée par l’indice de F...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Les auteurs remercient M. André Benedito da Silva pour son soutien dans les expériences, Mme Verônica Cristina dos Santos Lima pour les soins aux animaux, et Mme Lorna O’Brien pour la révision de la grammaire anglaise. Cette étude a été soutenue par la Fondation d’État pour la recherche de Rio de Janeiro (FAPERJ E-26/202.766/2018, E-26/010.001488/2019).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
réactifs
alcool 70 %MonténégroALC70-001
Gel conducteurMercorCG-002
solution saline (NaCl 0,9 %)BioPharmaSAL-009
Instruments
19 G setveines du cuir cheveluDescarpackSVS-19G
Pince kelly incurvéeABC instrumentos cirurgicosCKF-003
Pince KellyABC instrumentos cirurgicosKF-004
Aiguilles (18, 22 et 26 G)DescarpackNDL-MIX
Boîte de PétriGlassLab-150
Lame de rasoirABC instrumentos cirurgicosRB-005
ScalpelABC instrumentos cirurgicosSC-006
CiseauxABC instrumentos cirurgicosSCIS-007
Ligne de sutureABC instrumentos cirurgicosSUT-008
Seringues (1, 3 et 5 mL)DescarpackSYR-135
Canule de trachéotomieMedTechTC-010
Pince à épilerABC instrumentos cirurgicosTWZ-011
Drugs
Chlorhydrate de dextrokétamine 5 %Cristá ; liaDXT-00587,5 mg/kg intrapéritonéal
Isoflurane 1 mL/mL 240 mLCristá ; liaISO-2402,5 % solution d’inhalation
Chlorhydrate de lidocaïne 1 %Cristá ; liaLID-001400 & micro ; L sous-cutanée localement
MonocrotalineSigma-AldrichC240160 mg/kg intrapéritonéale
Bromure de pancuronium 2 mg/mLCristá ; liaPAN-0022 mg/kg
d’héparine sodique administrable 5000 UI/mLCristá ; liaHEP-5000dilué 1:4 dans 1 mL
Chlorhydrate de xylazine 2 %SyntecXYL-00212,5 mg/kg intrapéritonéale
Équipement
GraphPad Prism 9GraphPad Software, IncGP9
Moniteur vétérinaire multiparamètre en réseau LifeWindow 9xDigicare Santé animaleLW9x
Logiciel LabViewNational Instruments, Corp.LV-2019
MATLAB R2019a (Version) LogicielThe MathWorks, Inc.MATLAB-2019
Moniteur et transducteur de signalMedTechMST-015
Balance de précisionSartoriusPS-020
R540 Mice& Appareil d’anesthésie pour rat animalRWD Life Schience Co.,LTDR540-ANA
ScaleOhausSCL-025
Servo-i ventilateur mécanique  ;Getinge ABSERVO-IFiO2 = 21 % ; volume courant = 8 ml/kg, fréquence respiratoire = 70 bpm et PEP = 3 cmH2O
SonoView softwareSONOTEC Ultraschallsensorik Halle GmbHSV-2020
UGEO HM70A system  ;Samsung Eletrô ; nica da Amazô ; nia LTDAHM70A
G*Power 3.1.9.7Université de Dü ; sseldorf, Allemagnegpower

Références

  1. Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (4), L363-L369 (2012).
  2. Zhu, Z., et al. Echocardiographic assessment of right ventricular function in experimental pulmonary hypertension. Pulm Circ. 9 (2), 2045894019841987(2019).
  3. Bikou, O., Sassi, Y. The sugen/hypoxia rat model for pulmonary hypertension and right heart failure. Methods Mol Biol. 2803, 163-172 (2024).
  4. Hill, N. S., Gillespie, M. N., McMurtry, I. F. Fifty years of monocrotaline-induced pulmonary hypertension: What has it meant to the field. Chest. 152 (6), 1106-1108 (2017).
  5. Santos, R. T., et al. Pharmacological agents and potential new therapies in pulmonary arterial hypertension. Curr Vasc Pharmacol. 22 (3), 155-170 (2024).
  6. Tsai, J., Malik, S., Tjen, A. L. S. C. Pulmonary hypertension: Pharmacological and non-pharmacological therapies. Life (Basel). 14 (10), 1265(2024).
  7. Suen, C. M., et al. Regenerative cell therapy for pulmonary arterial hypertension in animal models: a systematic review. Stem Cell Res Ther. 10 (1), 75(2019).
  8. Hubrecht, R. C., Carter, E. The 3Rs and humane experimental technique: Implementing change. Animals (Basel). 9 (10), 754(2019).
  9. Thibault, H. B., et al. Noninvasive assessment of murine pulmonary arterial pressure: validation and application to models of pulmonary hypertension. Circ Cardiovasc Imaging. 3 (2), 157-163 (2010).
  10. Trittmann, J. K., et al. PATET ratio by Doppler echocardiography: noninvasive detection of pediatric pulmonary arterial hypertension. Pediatr Res. 92 (3), 631-636 (2022).
  11. Percie du Sert, N., et al. The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research. J Cereb Blood Flow Metab. 40 (9), 1769-1777 (2020).
  12. Lisboa Braga, C., et al. Therapeutic effects of hypoxia-preconditioned bone marrow-derived mesenchymal stromal cells and their extracellular vesicles in experimental pulmonary arterial hypertension. Life Sci. 329, 121988(2023).
  13. Heil, L. B. B., et al. The effects of short-term propofol and dexmedetomidine on lung mechanics, histology, and biological markers in experimental obesity. Anesth Analg. 122 (4), 1015-1023 (2016).
  14. Humbert, M., et al. ESC/ERS Guidelines for the diagnosis and treatment of pulmonary hypertension. Eur Heart J. 43 (38), 3618-3731 (2022).
  15. D'Alto, M., et al. Right heart catheterization for the diagnosis of pulmonary hypertension. Heart Fail Clin. 14 (3), 467-477 (2018).
  16. Fulton, R. M., Hutchinson, E. C., Jones, A. M. Ventricular weight in cardiac hypertrophy. Br Heart J. 14 (3), 413-420 (1952).
  17. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 16 (3), 233-270 (2015).
  18. Stenmark, K. R., Meyrik, B., Galie, N., Mooi, W. J., McMurtry, I. F. Animal models of pulmonary arterial hypertension: the hope for etiological discovery and pharmacological cure. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 297 (6), L1013-L1032 (2009).
  19. Mukherjee, M., et al. Guidelines for the echocardiographic assessment of the right heart in adults and special considerations in pulmonary hypertension: Recommendations from the American Society of Echocardiography. J Am Soc Echocardiogr. 38 (3), 141-186 (2025).
  20. Spyropoulos, F., et al. Echocardiographic markers of pulmonary hemodynamics and right ventricular hypertrophy in rat models of pulmonary hypertension. Pulm Circ. 10 (2), 2045894020910976(2020).
  21. Rajaram, S., et al. Comparison of the diagnostic utility of cardiac magnetic resonance imaging, computed tomography, and echocardiography in assessment of suspected pulmonary arterial hypertension in patients with connective tissue disease. J Rheumatol. 39 (6), 1265-1274 (2012).
  22. Chin, K. M., et al. Association of N-terminal pro brain natriuretic peptide and long-term outcome in patients with pulmonary arterial hypertension. Circulation. 139 (21), 2440-2450 (2019).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Hypertension pulmonaireÉvaluation échocardiographiquePonction du ventricule droitIndice de FultonAccélération artérielle pulmonaireTemps d'éjection pulmonaireHypertrophie ventriculaire droiteMesures hémodynamiquesDissection ventriculaire
Évaluation de la fonction ventriculaire droite dans des modèles expérimentaux d’hypertension artérielle pulmonaire
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.