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Article de méthode

Procédure de récolte terminale d’un grand modèle animal d’ischémie myocardique chronique avec caractérisation hémodynamique et analyse de perfusion

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DOI :

10.3791/68545

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22 août 2025

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1Department of Surgery, Division of Cardiothoracic Surgery, Warren Alpert Medical School, Brown University, 2Cardiovascular Research Center, Rhode Island Hospital

Dans cet article

Résumé

Le protocole chirurgical suivant représente la deuxième et dernière procédure permettant de caractériser de manière approfondie et fiable la fonction cardiaque et la perfusion myocardique après l’induction réussie de l’ischémie myocardique chronique dans un modèle porcin dans le but d’étudier de nouvelles thérapies.

Résumé

La reproductibilité et l’intégrité de la recherche sont des principes fondamentaux de la découverte scientifique, qui sont produites à l’aide de principes et de protocoles bien établis et éprouvés. De plus, avec la prévalence et le fardeau sans cesse croissants que les maladies cardiovasculaires (MCV) font peser sur les individus et la société dans son ensemble, il juge essentiel de cultiver un modèle d’investigation solide et validé. Notre groupe utilise un protocole à deux chirurgies dans un modèle porcin qui a été progressivement affiné au cours des vingt dernières années, dans lequel nous induisons d’abord une ischémie myocardique chronique par la mise en place d’un améroïde constricteur imitant la physiopathologie de la maladie coronarienne (CAD) chez l’homme. La deuxième procédure, qui est terminale, est un recueil complet et réfléchi de paramètres hémodynamiques cardiaques ainsi que de perfusion coronaire régionale, suivie d’une euthanasie à cœur battant et d’une section détaillée du cœur. Notre laboratoire utilise des microsphères marquées aux isotopes pour analyser le flux sanguin myocardique vers la zone ischémique comme méthode puissante pour quantifier la collatéralisation due à des agents thérapeutiques expérimentaux. De plus, et c’est probablement le résultat cardiovasculaire mesurable le plus important, nous utilisons le cathétérisme à anse de pression ventriculaire gauche (PV) pour mesurer un large éventail de paramètres hémodynamiques. Nous espérons qu’en détaillant l’analyse cardiaque complète de notre modèle porcin d’ischémie myocardique chronique, d’autres chercheurs pourront améliorer et cultiver leurs propres protocoles et recherches thérapeutiques pour l’élimination des maladies cardiovasculaires.

Introduction

Aux États-Unis, près de la moitié des individus présentent au moins un composant de la MCV, comprenant un grand groupe d’états pathologiques du cœur et des vaisseaux sanguins1. D’ici 2060, on prévoit que la prévalence des diagnostics multiples comprenant des MCV augmentera considérablement par rapport à 2025. Par exemple, l’infarctus du myocarde devrait augmenter de 30 %, les cardiopathies ischémiques de 31,3 % et l’insuffisance cardiaque de 33 %2. Ces statistiques stupéfiantes sont encore plus inquiétantes lorsqu’elles sont prises avec des prédictions similaires de facteurs de risque cardiovasculaires, dans lesquels le nombre de personnes atteintes de diabète sucré est estimé à augmenter de 39,3 %, la dyslipidémie de 27,5 % et l’hypertension de 27,2 %2. Dans l’ensemble, cela met en évidence le besoin imminent de modèles de recherche fiables et reproductibles pour étudier efficacement les thérapies innovantes contre les MCV et leurs facteurs de risque. Nous avons démontré notre modèle physiologiquement analogue de la coronaropathie chez le porc3. L’utilisation de porcs contribue à la validité de notre modèle de recherche en représentant avec précision la condition humaine de la coronaropathie, dans laquelle les études précliniques ont déjà été critiquées pour leur traduisibilité. L’anatomie coronaire, la physiologie cardiaque, le protéome myocardique et le métabolisme des porcs chez les porcs sont similaires à ceux des humains4. De plus, un élément crucial de notre modèle consiste à tenir compte avec précision des résultats physiologiques, myocardiques et moléculaires ultérieurs dus aux thérapies expérimentales.

En règle générale, les essais cliniques sont utilisés pour mettre en œuvre de nouvelles thérapies médicales ou chirurgicales afin d’étudier les résultats cardiovasculaires bénéfiques, qui sont découverts uniquement par l’observation. Cela est évident dans les essais historiques de plusieurs nouveaux médicaments antidiabétiques qui étudient leur impact cardiovasculaire. Par exemple, dans l’essai contrôlé randomisé SUSTAIN-6, les patients atteints de diabète de type 2 traités par le sémaglutide, un agoniste du glucagon-like peptide-1 (GLP-1), présentaient des taux plus faibles d’événements indésirables cardiovasculaires majeurs par rapport au placebo5. Des observations similaires ont été observées dans un autre ECR portant sur la sotagliflozine, un double inhibiteur des cotransporteurs sodium-glucose 1 et 2 (SGLT-1 et SGLT-2), montrant une réduction des événements cardiovasculaires indésirables majeurs chez les patients atteints de diabète de type 2, d’insuffisance rénale chronique et d’autres facteurs de risque cardiovasculaires6. Ces résultats ont été cruciaux pour étendre l’approbation de la FDA à de telles thérapies afin de réduire l’incidence des facteurs de risque cardiovasculaires et des maladies. Cependant, une limite majeure à ces résultats d’observation est le manque de compréhension des mécanismes par lesquels ces nouvelles thérapies perpétuent de tels effets. Cela illustre l’importance de notre modèle dans la découverte scientifique des déterminants mécanistes sous-jacents pour les nouvelles thérapies contre les MCV.

En utilisant un grand modèle animal, nous sommes en mesure de caractériser de manière invasive les changements macroscopiques de la fonction cardiaque et de la perfusion myocardique, ainsi que de comprendre de manière exhaustive les changements moléculaires microscopiques en réponse aux thérapies expérimentales. Nous utilisons le cathétérisme à boucle PV pour déterminer les variations de la fonction cardiaque. L’utilisation de boucles PV est la référence pour déterminer de manière invasive la fonction ventriculaire pendant la systole et la diastole et sert de référence pour comparer les techniques d’imagerie non invasives, telles que l’échocardiogramme ou l’IRM cardiaque7. Cette technique nous permet de prendre plusieurs mesures pour déterminer chaque variable hémodynamique et de repositionner le cathéter en temps réel pour assurer une acquisition de données reproductible. C’est-à-dire que l’utilisation de cette technique est limitée en raison de l’incapacité de recueillir des données longitudinales, telles que la fonction cardiaque de base, la fonction cardiaque au début de l’ischémie et pendant le traitement. Nous pensons que cela est compensé par la capacité de mesurer des mesures indépendantes de la charge, ce qui permet d’obtenir l’état fonctionnel intrinsèque du cœur. De plus, l’utilisation d’injections de microsphères marquées par des isotopes après avoir cartographié le territoire le plus ischémique aide à identifier tout bénéfice ischémique d’un agent thérapeutique. Il a été prouvé depuis longtemps que les injections de microsphères sont une représentation précise des changements dans le flux sanguin myocardique régional8.

Notre laboratoire utilise régulièrement des microsphères d’un diamètre de 15 μm et à une concentration de 2,5 millions de microsphères/mL. Ce diamètre assure la mesure la plus précise du débit sanguin myocardique, comme le confirme une étude précédente montrant que les microsphères étaient correctement distribuées en fonction du flux sanguin, et que le plus petit diamètre présentait le moins de variation de distribution entre les couches ventriculaires gauches9. De plus, une quantité minimale d’absorption de microsphères est nécessaire pour garantir des résultats fiables, qui sont facilement produits à des concentrations aussi élevées utilisées dans notre laboratoire. Dans l’ensemble, les techniques employées lors de la récolte terminale analysent systématiquement et méticuleusement les principaux changements physiologiques cardiaques après un certain nombre de thérapies expérimentales. Cette caractérisation est encore renforcée par la capacité de collecter du tissu myocardique et d’analyser en profondeur les changements régionaux à l’aide de technologies avancées, telles que les études multiomiques, fournissant une caractérisation quantitative robuste à chaque couche du dogme central dans le myocarde.

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Protocole

L’intervention chirurgicale suivante a été approuvée par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Hôpital de Rhode Island et de l’Université Brown (Protocole #23-08-0005).

1. Modèle animal

  1. Choisissez des porcs Yorkshire qui ont déjà subi la mise en place d’un constricteur améroïde autour de l’artère coronaire circonflexe gauche proximale (LCx), induisant ainsi une ischémie myocardique chronique et un traitement ultérieur avec un agent thérapeutique expérimental. Garder ~7 semaines entre la première opération pour la mise en place des améroïdes et la récolte terminale ultérieure. Prévoyez 2 semaines pour la fermeture de l’améroïde et assurez-vous que les porcs subissent ensuite un traitement expérimental. Assurez-vous que les porcs sont âgés de ~18 semaines et pèsent ~40 kg au moment de cette récolte terminale et que les groupes expérimentaux et témoins sont appariés par sexe.
    REMARQUE : Une figure représentative illustre l’anatomie du cœur que nous prélevons, ce qui comprend l’endroit où l’améride a été placé précédemment et la zone prévue du myocarde ischémique (Figure 1).

2. Procédure préchirurgicale

  1. Refusez de manger le matin de l’intervention.
  2. Anesthésier les porcs à l’aide d’injections intramusculaires de télazol (4,4 mg/kg) et de xylazine (2,2 mg/kg) et les intuber à l’aide d’une sonde endotrachéale à ballonnet.
  3. Amorcer l’analgésie à l’aide de 0,03 mg/kg de buprénorphine.
  4. Placez un cathéter intraveineux (IV) (20-22 G) dans l’une des grosses veines auriculaires et commencez à injecter une solution saline à 0,9 % à un taux de ~5-10 cc∙kg-1∙h-1.
    REMARQUE : Le liquide IV est uniquement à un taux d’entretien dans le contexte du statut NPO du porc et de la durée du cas chirurgical.
  5. Rasez le site chirurgical et les autres sites utilisés pour la surveillance de l’ECG.
  6. Transporter les porcs jusqu’à la table de la salle d’opération, en position couchée sur le dos, les jambes attachées à la table, et poursuivre l’anesthésie à l’aide d’isoflurane (0,75-3,0 %).
  7. Démarrez l’ECG et la surveillance de la pression artérielle et appliquez un tampon de mise à la terre d’électrocautérisation sur le porc.
  8. Nettoyez le site chirurgical.
    REMARQUE : Il s’agit d’une procédure terminale ; Par conséquent, la stérilité n’a pas besoin d’être maintenue. Il s’agit d’une préférence individuelle en ce qui concerne la préparation du site chirurgical et le drapage.

3. Intervention chirurgicale

  1. Cathétérisme fémoral
    1. Palper pour le pouls fémoral.
    2. Injectez 2 % de lidocaïne par voie sous-cutanée pour préparer une aine fémorale coupée dans l’aine gauche ou droite, à peu près perpendiculairement au pli inguinal, se déplaçant cranio-caudale.
    3. Faites une incision de 4 à 5 cm à l’aide d’un scalpel #10, en restant à nouveau perpendiculaire au pli inguinal, en commençant par la caudale là où le pouls fémoral a été palpé et en se déplaçant vers le crâne. (Figure 2A)
    4. À l’aide de l’électrocautérisation, disséquez à travers le tissu sous-cutané jusqu’au niveau de l’artère fémorale. Utilisez un écarteur Weitlaner pour écarter davantage le muscle, exposant davantage l’artère fémorale.
      REMARQUE : Cela peut nécessiter une petite quantité de division du muscle semi-membraneux et du muscle vaste médial.
    5. Disséquez brutalement à l’aide d’une pince à angle droit pour exposer circonférentiellement l’artère fémorale des tissus environnants. Utilisez des ciseaux Metzenbaum pour diviser nettement les adhérences qui ne peuvent pas être enlevées brutalement.
    6. Isolez l’artère fémorale en encerclant l’artère avec une boucle vasculaire.
    7. Placez une deuxième boucle vasculaire pour assurer le contrôle proximal et distal de l’artère.
    8. Hépariniser systématiquement le porc avant la canulation à une dose de 80 UI/kg.
      REMARQUE : Assurez-vous que la sternotomie médiane et l’exposition cardiaque sont complètes avant l’héparinisation et l’accès fémoral. Nous nous assurons que l’exposition cardiaque est complète avant l’héparinisation, car toute lyse des adhérences peut créer des saignements. L’objectif général de l’héparinisation est de prévenir les thrombus lors de l’accès à la fois à l’artère fémorale et au ventricule gauche.
    9. En utilisant la technique Seldinger, percez l’artère fémorale avec une aiguille d’accès 18 G, en évitant de percer la paroi artérielle postérieure. Lorsque le sang revient, faites passer un fil-guide à travers l’aiguille dans l’artère. Retirez l’aiguille et guidez la gaine artérielle 7F dans l’artère. Retirez le fil-guide et le dilatateur vasculaire, en ne laissant que la gaine artérielle en place.
      REMARQUE : L’artère fémorale peut être difficile d’accès car elle peut facilement se disséquer. Étant donné qu’il s’agit d’une procédure terminale, il est recommandé de couper brusquement l’artère fémorale avec des ciseaux Metzenbaum et d’insérer directement le fil-guide dans la lumière si cela se produit. La gaine artérielle peut alors être facilement passée dans le vaisseau par le fil-guide. Assurez-vous de clamper la partie distale de l’artère fémorale à l’aide d’un petit hémostat.
    10. Assurez la circulation sanguine via la gaine. Connectez-vous à la pompe de retrait de l’appareil Harvard (Figure 3).
  2. Sternotomie médiane
    1. Selon le nombre de co-chirurgiens, cette partie peut être complétée en même temps que l’aine coupée.
    2. Injectez 2 % de lidocaïne par voie sous-cutanée pour préparer la sternotomie médiane.
    3. Faites une incision médiane de l’encoche sternale à l’apophyse xiphoïde à l’aide d’un scalpel #10. (Figure 2B)
    4. À l’aide de l’électrocautérisation, divisez le tissu sous-cutané jusqu’à ce que le sternum soit atteint et maintenez l’hémostase.
    5. Exciser l’apophyse xiphoïde en libérant toute adhérence latérale et inférieure avec l’électrocautérisation. À l’aide d’une pince Kelley, soulevez le xiphoïde et transectez horizontalement à sa base à l’aide de l’électrocautérisation.
    6. Assurez-vous que l’encoche sternale est disséquée vers le haut pour faciliter la division de cette partie du sternum. Cela nécessite généralement de diviser certains muscles superficiels de la sangle.
    7. Disséquez brusquement sous le sternum à l’aide d’un doigt.
    8. À l’aide d’un couteau Lebsche, divisez nettement le sternum en veillant à rester sur la ligne médiane. Changez l’angle du couteau si nécessaire et continuez lentement une fois que le dernier tiers du sternum est atteint.
      REMARQUE : L’utilisation du couteau est préférée à une scie sternale, comme chez les humains, en raison de l’angulation abrupte et de l’épaisseur de la partie crânienne du sternum, réduisant idéalement le risque de dommages aux gros vaisseaux sous-jacents. Il peut être utile de placer de la gaze sous la partie crânienne du sternum pour protéger les gros vaisseaux sous-jacents.
    9. Une fois la sternotomie terminée, lyser brusquement et brusquement toute adhérence, le cas échéant, entre la paroi thoracique et le péricarde ou la plèvre.
    10. Placez un écarteur sternal pour écarter les côtes et exposer le cœur.
    11. Ouvrez le péricarde à l’aide de ciseaux Metzenbaum. S’étendre vers l’oreillette droite et continuer caudalement vers l’apex ventriculaire gauche.
    12. Continuez à lyser les adhérences de manière brutale ou brusque pour exposer les appendices auriculaires gauche et droit. L’utilisation d’une éponge aux arachides sur une pince Allis peut être utile pour cette dissection.
    13. S’il est difficile de disséquer et d’identifier les appendices auriculaires, une thymectomie peut être utile. Pour ce faire, utilisez l’électrocautérisation pour disséquer le tissu thymique.
    14. Une fois les appendices auriculaires exposés, appliquez des pinces de stimulation sur les deux appendices, qui sont reliés à une boîte de stimulation externe à chambre unique. Testez la cadence à 150 bpm, en vous assurant que chaque battement est capturé sur ECG.
    15. Assurez-vous de l’exposition de l’apex ventriculaire gauche, encore une fois en utilisant une dissection émoussée et nette.
    16. Enfin, entrez dans l’espace pleural gauche et encerclez la veine cave inférieure (CVI) avec une grande pince Satinsky. Isolez à l’aide d’une boucle de vaisseau.
    17. Une fois que cela est terminé, c’est le moment approprié pour hépariner les porcs et obtenir l’accès fémoral.
  3. Analyse par injection-perfusion de microsphères
    1. Accédez à l’appendice auriculaire gauche à l’aide d’une aiguille papillon de calibre fin fixée à un tube IV et d’un robinet d’arrêt à trois voies. Utilisez un petit hémostat pour guider l’aiguille et la maintenir en place.
    2. Connectez une seringue au robinet d’arrêt avec une solution saline héparinée stérile et retirez-la pour assurer le bon positionnement. Si le sang est facilement prélevé, la position est correcte.
    3. Connectez une seringue contenant 5 ml de microsphères marquées au lutécium (concentration : 2,5 millions de microsphères/mL) au robinet d’arrêt à trois voies.
    4. Assignez un assistant de salle d’opération à une durée de 90 s.
    5. Commencer le prélèvement sanguin de l’artère fémorale à l’aide de la pompe de l’appareil Harvard pour un total de 10 ml de sang à un débit de 6,67 ml/min et commencer le chronométrage.
    6. Au cours des 30 premières secondes de prélèvement sanguin, injectez les microsphères de lutécium dans l’appendice auriculaire gauche (Figure 4). À mi-cuisson, confirmez le positionnement en retirant sur la seringue contenant les microsphères.
    7. Une fois cette opération terminée, rincez la tubulure avec une seringue de solution saline héparinée et assurez-vous à nouveau qu’elle est correctement positionnée.
    8. Après 90 s, débranchez la tubulure de l’accès fémoral à la pompe de prélèvement et reconnectez la nouvelle tubulure pour obtenir une analyse pendant la stimulation.
    9. Commencez à faire le cent à 150 bpm.
    10. Répéter les étapes 3.3.5, 3.3.6 et 3.3.7 en utilisant 5 mL de microsphères marquées au samarium (concentration : 2,5 × 106 microsphères/mL).
    11. Arrêtez de faire les cent pas et débranchez la gaine artérielle fémorale de la pompe de retrait de l’appareil Harvard.
    12. Retirez l’aiguille du papillon et appliquez une pression pour assurer l’hémostase de l’appendice auriculaire gauche.
  4. Cathétérisme à boucle pression-volume
    1. Placez une suture de cordon de bourse à l’apex ventriculaire gauche avec un polypropylène 4-0.
    2. Au milieu de la zone englobée par la suture, accédez et placez une autre gaine artérielle dans le ventricule gauche en utilisant la technique Seldinger décrite ci-dessus.
    3. Insérez un cathéter de transduction pression-volume calibré à pointe de micromanomètre dans le ventricule gauche via la gaine. Tirez la gaine artérielle hors du ventricule gauche au-dessus du cathéter et commencez à transduire la forme d’onde de pression à l’aide du système de mesure pression-volume. Cela permettra de déterminer l’emplacement du cathéter, par exemple, si le cathéter se trouve dans l’aorte, le complexe valvulaire ou le ventricule gauche. Tirez sur le cathéter si nécessaire pour vous assurer qu’il se trouve dans la cavité ventriculaire gauche et repositionnez-le pour vous assurer que la morphologie de l’anse pression-volume semble appropriée (Figure 5).
      REMARQUE : Le retrait de la gaine du ventricule gauche permet une meilleure transduction du tracé pression-volume du cathéter et permet plus de facilité dans le changement de position du cathéter pour obtenir la morphologie la plus appropriée de chaque anse PV.
    4. Placez un autre cathéter PV calibré dans l’accès fémoral pour obtenir la pression artérielle systolique et diastolique et la pression artérielle moyenne.
    5. Une fois satisfait de la morphologie des boucles PV, effectuez trois apnées au repos pour réduire la variation respiratoire sur les boucles pression-volume. Cela permettra de mesurer plusieurs variables dépendantes de la charge, telles que le débit cardiaque et le volume systolique.
    6. Ensuite, occlusez l’IVC en rétractant doucement la boucle du vaisseau et effectuez une apnée simultanée pour obtenir des variables indépendantes de la charge, telles que la relation de volume de pression end-systolique (ESPVR) et la relation de volume de pression diastolique (EDPVR). Répétez l’opération deux fois de plus.
    7. Commencer à faire les cent pas à 150 bpm et obtenir trois apnées pour caractériser la performance cardiaque dans des conditions de stress.
    8. Cela complète le profilage de la fonction cardiaque. Retirez les deux cathéters et attachez la suture du cordon de bourse sur le ventricule gauche.
  5. Vaincre l’euthanasie
    1. Retirez les fils de stimulation et tous les instruments du coffre.
    2. Obtenez une aspiration pour le co-chirurgien.
    3. Disséquez brutalement toute adhérence latérale du cœur à la paroi thoracique et assurez-vous que l’apex ventriculaire gauche peut être facilement soulevé vers le haut.
    4. Demandez une anesthésie pour approfondir la sédation.
    5. Placez une grande pince Kelley sur la veine cave supérieure (SVC), si elle est facilement accessible, et une grande pince Satinsky autour de l’IVC. Pincez en même temps.
    6. Prenez immédiatement un scalpel #10 pour retirer le cœur de la poitrine. Cela comprend la séparation du cœur de l’IVC, du SVC, de l’aorte, des artères pulmonaires et des veines pulmonaires.
      REMARQUE : Le co-chirurgien doit fournir une aspiration pour garder le champ chirurgical aussi dégagé que possible pendant cette période.
    7. Sortez le cœur de la poitrine et placez-le sur une table séparée.
    8. Couper en deux moitiés : apicale et basale (Figure 6A). Cela séparera le tissu ventriculaire des oreillettes et des gros vaisseaux.
    9. Séparez le ventricule gauche de tous les autres tissus myocardiques.
    10. Chaque moitié doit être sectionnée circonférentiellement en douze sections en fonction de la proximité de l’artère coronaire descendante antérieure gauche (DAL) et de l’artère coronaire descendante postérieure, comme illustré à la figure 6B.
    11. Prélevez des échantillons de tissus dans toutes les autres chambres, valves, gros vaisseaux et tissus périphériques, tels que le pancréas, le foie, les poumons, les reins, etc.
    12. Un petit échantillon de chaque section ventriculaire gauche doit être attribué à BioPAL pour la quantification des microsphères. Certaines coupes sont fixées dans du formol pour l’analyse histologique, tandis que la majorité des tissus sont congelés dans de l’azote liquide pour de futures études moléculaires.

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Résultats

Tout d’abord, en injectant des microsphères marquées par un isotope dans l’appendice auriculaire gauche, la perfusion myocardique régionale est mesurée. Pour calculer le débit sanguin myocardique, lorsqu’un débit constant de prélèvement sanguin de 6,67 mL/min a été utilisé, l’équation suivante peut être appliquée : débit sanguin myocardique = (prélèvement sanguin de référence [6,67 mL/min]/poids du tissu) (numération quantifiée des microsphères tissulaires/numération quantifiée des micros...

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Discussion

Cette intervention chirurgicale comporte quatre étapes critiques : l’exposition du cœur, le cathétérisme fémoral, l’injection de microsphères pour l’analyse perfusionnelle et l’acquisition de la boucle pression-volume. En ce qui concerne l’exposition du cœur, une considération importante doit être la possibilité de rencontrer des adhérences importantes dues à la première intervention chirurgicale. Lors de la réalisation de la sternotomie médiane, le péricarde peut être collé à la paroi t...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucune divulgation ou conflit d’intérêts.

Remerciements

Le financement de la recherche a été fourni par les National Institutes of Health, y compris les numéros de subvention suivants : T32HL16051703 (K.C.M., C. S., D.D.H, M.K.), R01HL46716 (F.W.S) et R01HL128831 (F.W.S). Nous tenons à exprimer notre plus profonde gratitude au personnel vétérinaire de l’hôpital de Rhode Island et de l’Université Brown pour leurs soins humains aux animaux et leur soutien exceptionnel dans notre multitude de projets.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
#10 ScalpelMedlineMDS15310
0,9 % de solution salineDechra/Vetivex17033-492-50Dose : 5-10 mL/kg pendant la caisse
Aiguilles 18GPatterson Vétérinaire78032793Pour dessiner des médicaments/microsphères
2 % de lidocaïnePhénix57319-533-05Dosage : 2-5mg/kg
4-0 Suture en polypropylèneCovidienD9H0436YPour le cordon de la bourse
Tous les instruments chirurgicauxSteris et MedlineNécessite un représentant commercialTous les produits se trouvent couramment dans les salles d’opération des hôpitaux
Analgésie : buprénorphineHospiraNom de marque : BupredineDosage : 0,03 mg/kg
Anesthésie : TélazolZoetis(tilétamine et zolazépam)Dosage : 4,4 mg/kg
Anesthésie : xylazine (Rompun)DechraN/ADosage : 2,2 mg/kg
Gaine artérielleCordis401-711Msoit 6F ou 7F ; nécessite deux
Set d’infusion à aiguille papillonSurfloSV-25BLKPour l’injection de microsphères ; généralement 23-25G
Chlorhexidine 4 %Gommage BD E-Z371073Préparation chirurgicale, si vous le souhaitez
Sonde endotrachéale à ballonnetRUSCH7-0 généralementPeut avoir besoin de différentes tailles en fonction de la taille et du poids des porcs
Système de surveillance ECGMarque intermédiaireN/AMoniteur multiparamètre
ÉlectrocautérisationBovie Specialist ProANNÉES 1250Généralement 2 si possible
Isoflurane, USPDechraDosage : 0,75 % à 3,0 %
Ordinateur portableHP, MicrosoftN/APeut utiliser n’importe quel ordinateur portable préféré par individu
Couteau LebscheIntegra300-425N/A
STERIsphères de lutéciumBioPAL, Inc.C-15E20Quantité : 5cc par chirurgie
Mini boucles de vaisseau blanches (détectables par rayons X)DeRoyal30-711Pour isoler l’artère fémorale et la VCI
Plusieurs seringues de 5 ccTerumoSS-05LPour les rinçages et les injections de microsphères
StimulateurOsypka Médical2428001Un meneur d’allure temporaire
Cathéters à boucle PVTranssoniqueModèle : FDH-5018B-E3450 et S/N : 50-679Pour l’acquisition de boucles photovoltaïques
Programme informatique PV LoopScisense transsoniqueLogiciel ADV500Programme sur votre ordinateur portable
Système d’acquisition de données PV LoopTransoniques et ADInstrumentsModèles : FY097B et PowerLab 8/35Connecte les cathéters et l’ordinateur
Samarium STERIspheresBioPAL, Inc.C-15A20Quantité : 5cc par chirurgie
Petit mailletIntegra410-335N/A
Gants stérilesEncore820955Je recommanderais toujours des gants et une blouse stériles
Solution saline stérileBAXTERG171328Diluer pour faire des bouffées salines héparanisées
Système d’aspirationGOMCO4042Mieux si l’aspiration murale de son propre établissement
Embout d’aspiration : YankauerMedlineDYND50130Important de garder le champ dégagé lors de la résection du cœur
Héparine systémiqueConvoitise82496Dosage : 80 UI/kg
Robinet d’arrêt à trois voiesLaboratoires Jorgensen, Inc.200820Pour les injections de microsphères
Bain d’eau chaudePêcheurPour réchauffer les cathéters avant utilisation
Pompe de retraitAppareil de Harvard70-2002Pour prélever le sang périphérique à vitesse constante
Porc du YorkshireCBSET, Inc.N/ALes porcs auront déjà subi l’intervention chirurgicale initiale

Références

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  2. Mohebi, R., et al. Cardiovascular disease projections in the United States based on the 2020 census estimates. J Am Coll Cardiol. 80 (6), 565-578 (2022).
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