Adaptation de la dispersion de Taylor pour mesurer le coefficient de dispersion des solutions d’électrolytes via une configuration microfluidique accessible

Résumé

Ici, nous présentons un protocole pour adapter l’expérience de dispersion de Taylor à l’échelle microscopique en utilisant des microcanaux fabriqués en interne avec un découpeur de bureau. La plateforme expérimentale peut être utilisée pour calculer le coefficient de diffusion de traceurs passifs monospécifiques et pour visualiser l’interaction et la séparation des ions multispécifiques.

Résumé

Le domaine de la microfluidique est devenu de plus en plus important car il permet un contrôle rapide et précis des fluides et des particules, ce qui facilite la synthèse de composés et la séparation des mélanges. Nous avons mis au point une adaptation accessible et reproductible à l’échelle microscopique de l’expérience de dispersion de Taylor à l’aide de microcanaux fabriqués en interne à l’aide d’un découpeur de bureau. Le coût de départ de cette technique de xurographie microfluidique rapide et accessible est d’environ 300 USD, soit des ordres de grandeur inférieurs aux méthodes de photolithographie typiques. Le flux laminaire entraîné par la pression d’un pousse-seringue programmable transporte une solution de traceur injectée en aval dans le microcanal, où un appareil photo reflex numérique mono-objectif (D-SLR) avec un macro-objectif capture l’évolution de la concentration du traceur au fil du temps à un endroit fixe. À l’aide de cette plateforme expérimentale, nous pouvons calculer les coefficients de diffusion pour les traceurs passifs monospécifiques dans des conditions expérimentales variables. Nous avons ensuite étendu le protocole aux mélanges d’électrolytes, en observant des preuves préliminaires de changements de diffusivité résultant d’effets de couplage ion-ion non triviaux. Cette méthode expérimentale accessible fournit un outil pratique pour sonder le transport multispécifique et offre un aperçu des interactions complexes qui régissent la mobilité ionique.

Introduction

Au cours des dernières années, d’importants efforts de recherche ont été consacrés à l’étude et au développement de dispositifs microfluidiques rentables qui offrent un contrôle précis de l’écoulement, des particules et du transport des solutés. Les solutions électrolytiques multi-espèces jouent un rôle essentiel dans un large éventail d’applications, du stockage d’énergie et des diagnostics biomédicaux à la surveillance de l’environnement et à la purification de l’eau. Comprendre comment les différentes espèces d’ions se diffusent et interagissent dans ces systèmes est essentiel pour optimiser les performances et la stabilité dans les processus électrochimiques et pilotés par le transport.

Lorsqu’une solution d’électrolyte contient des ions à coefficients de diffusion différents, leur migration inégale induit un champ électrique interne, même en l’absence d’une tension appliquée de l’extérieur. Les ions à diffusion plus rapide ont tendance à se séparer des ions plus lents, créant momentanément un déséquilibre de charge. Pour préserver l’électroneutralité, le système génère un potentiel électrique induit par diffusion. Ce champ ralentit les ions les plus rapides et accélère les plus lents. Le potentiel électrique résultant dépend des mobilités ioniques relatives et des gradients de concentration et est bien décrit par les équations de Nernst-Planck sous contraintes d’électroneutralité. Les modèles électrochimiques classiques, tels que les équations de Henderson et de Nernst, quantifient ce phénomène en le reliant aux nombres de transport d’ions et aux différences de concentration¹.

L’analyse de dispersion de Taylor est depuis longtemps une technique puissante pour mesurer la diffusivité moléculaire en observant comment un soluté se propage dans un écoulement laminaire entraîné par la pression à travers un canal droit ^2,3. Il tient compte de l’interaction entre l’advection et la diffusion et permet d’inférer avec précision les coefficients de diffusion moléculaire à partir des taux de dispersion effectifs. Cette méthode est particulièrement attrayante car elle combine précision, exigences minimales en matière d’échantillons et acquisition rapide des données. Traditionnellement utilisé pour les traceurs monospécifiques, des extensions théoriques récentes permettent aujourd’hui son application à des systèmes multispécifiques, permettant aux chercheurs de déduire théoriquement des diffusivités ioniques individuelles basées sur le comportement de transport couplé⁴.

Cependant, le coût élevé et la complexité technique des installations microfluidiques conventionnelles, souvent basées sur la photolithographie dépendante de la salle blanche, constituent des obstacles importants à l’adoption plus large de cette méthode. Dans ce travail, nous présentons une adaptation peu coûteuse, accessible et reproductible de la technique de dispersion de Taylor, qui utilise des microcanaux fabriqués par xurographie à l’aide d’un découpeur artisanal. Cette approche, dont le coût de démarrage est d’environ 300 USD, permet un prototypage rapide et une fabrication de canaux cohérente sans avoir besoin d’installations spécialisées^coûteuses5. À l’aide de l’imagerie en fond clair à l’aide d’un appareil photo reflex numérique et d’un objectif macro, le protocole établit une série chronologique de l’évolution de la concentration du traceur à un point de capture fixe en aval du site d’injection⁶. Nous démontrons que cette plateforme peut mesurer avec précision les coefficients de diffusion pour les traceurs passifs monospécifiques et étendre la méthode à l’analyse des systèmes électrolytiques multiespèces. Les résultats révèlent des signatures claires de variations de diffusivité résultant des effets de couplage ion-ion. Cette méthode accessible et rentable offre un outil pratique pour étudier les phénomènes de transport ionique dans des mélanges d’électrolytes complexes. Par exemple, le dispositif expérimental proposé peut être facilement adapté pour être utilisé comme micromélangeur afin d’évaluer l’efficacité de mélange de solutés multi-espèces⁷, ou pour concevoir les distributions de poids moléculaire souhaitées des polymères à l’aide d’un réacteur à flux tubulaire contrôlé par ordinateur⁸.

Protocole

1. Préparation des matériaux

REMARQUE : Dans ce rapport, les puces microfluidiques sont construites en découpant des motifs à microcanaux dans une seule couche de ruban polyimide d’une largeur l = 2,54 cm et d’une épaisseur h = 100 μm, qui est ensuite scellée entre deux feuilles de polyester. Le rapport d’aspect du microcanal (λ = h/w) dépend de l’épaisseur du polyimide ; La largeur du canal (W) est la seule caractéristique de section transversale modifiable dans ce protocole.

1. Coupez le ruban de polyimide en une bande de 21 cm de long.
2. Découper deux rectangles de polyester de 21 cm de longueur et 5 cm de largeur.
   REMARQUE : Pour fabriquer chaque microcanal de 18,77 cm de long, une bande de polyimide et deux rectangles de polyester sont nécessaires. L’un des rectangles de polyester est coupé à l’aide du cutter de bureau pour créer des trous d’entrée et de sortie, tandis que l’autre est utilisé inchangé.
3. Coupez et réservez une deuxième bande de ruban polyimide de 21 cm de longueur pour la création du joint. Cette longueur produit 32 joints ; Un joint est nécessaire pour chaque microcanal.
4. Obtenez le port microcanal par impression tridimensionnelle (3D) sur une imprimante à résine.
   1. Imprimez un port par microcanal. Un fichier .sdlprt pour le port est inclus dans le fichier supplémentaire 1. Concevez les filetages des embouts de seringue Luer lock à visser dans l’orifice pour une étanchéité à l’eau.
   2. Imprimez en 3D des solides (sans remplissage) directement sur la plate-forme de construction sans supports supplémentaires. Réglez l’épaisseur de la couche à 0,10 mm.
   3. Durcissez post-impression dans une chambre UV pendant 15 min à 60 °C.

2. Montage du dispositif expérimental

1. Fabrication de la couche supérieure de la puce microfluidique.
   1. Lancez le logiciel de conception de découpeuses artisanales.
   2. Concevez le dessus à microcanaux à l’aide du logiciel de conception de découpeuse artisanale ou en important un motif à partir d’un autre logiciel compatible.
   3. Tracez deux cercles de 0,27 cm de diamètre à une distance de 18,77 cm l’un de l’autre : il s’agit de l’entrée et de la sortie du flux. À une distance de 2,71 cm du trou d’entrée, dessinez un trou d’entrée de traceur plus petit de 0,15 cm de diamètre.
      REMARQUE : Un . Le fichier modèle DXF (Fichier supplémentaire 2) est inclus à titre de référence.
   4. Fixez l’un des deux rectangles de polyester de l’étape 1.2 sur le côté collant du tapis de découpe. À l’aide d’un ruban de masquage de 2,54 cm de large, collez du ruban adhésif le long des quatre côtés du périmètre.
      REMARQUE : Comme les feuilles de polyester sont uniformes des deux côtés, elles peuvent être utilisées avec l’un ou l’autre côté « vers le haut ». Le ruban de masquage est nécessaire pour empêcher tout mouvement du polyester lors de la coupe. L’autre rectangle de polyester coupé à l’étape 1.2 est utilisé tel quel.
   5. Assurez-vous que la découpeuse est connectée à l’ordinateur avec le logiciel de conception via un câble USB (Universal Serial Bus) ou Bluetooth.
   6. Chargez le tapis de découpe dans le cutter en alignant les bords marqués du tapis avec les marques de flèche sur le cutter. Insérez la lame dans la fente du chariot du cutter.
      REMARQUE : Les erreurs potentielles dans la fabrication des microcanaux sont principalement le résultat de l’usure ou du désalignement de la lame. L’usure de la lame peut entraîner une coupe grossière et inégale des parois des canaux. Pour résoudre ce problème, une lame différente est utilisée pour couper chaque type de matériau afin de réduire la dégradation rapide de la netteté de la lame. Suivant ce principe, deux lames sont nécessaires dans ce protocole, une pour le polyester et une autre pour le ruban polyimide. Si, lors de la fabrication des canaux, les parois du canal deviennent sensiblement plus rugueuses ou si le négatif devient difficile à enlever, la lame peut avoir besoin d’être remplacée. Un mauvais alignement de la lame peut empêcher la lame de pénétrer dans le matériau à l’angle correct, ce qui entraîne des canaux plus larges ou plus étroits. Ce problème est plus fréquent dans les canaux de plus petite largeur, mais peut être atténué en concevant les parois du canal pour qu’elles soient les côtés longs d’un rectangle de coupe continue, plutôt que des lignes parallèles séparées.
   7. En haut à droite de la page de conception sur l’écran de l’ordinateur, cliquez sur Envoyer pour passer en revue les matériaux et les paramètres de coupe.
   8. Entrez les paramètres de coupe de la feuille de polyester. Avec cette configuration, les paramètres recommandés sont les suivants : Profondeur de la lame : 9, Force : 33, Passes : 1 et Vitesse : 1.
      REMARQUE : Les recommandations de réglage des découpeuses artisanales sont basées sur les travaux de 2019 de Taylor et Harris⁵.
   9. Cliquez sur Soumettre pour soumettre le travail à l’emporte-pièce. Le cutter commence le processus de coupe, qui dure environ 15 s.
   10. Attendez que la lame revienne à sa position d’origine. Ensuite, retirez le tapis de découpe en appuyant sur le bouton d’éjection .
   11. Retirez le matériau polyester négatif à l’aide d’une pince à épiler. La feuille de polyester découpée comprend trois trous : des trous d’entrée et de sortie espacés de 18,77 cm, et un trou d’entrée de traceur plus petit entre les deux premiers, à 2,71 cm du trou d’entrée, comme le montre la figure 1A.
   12. Retirez tout le matériau du tapis de découpe et mettez le dessus des copeaux de côté.
       REMARQUE : Lors de la coupe dans le polyester, la lame laisse un bord rugueux dépassant légèrement de la feuille du côté coupé. Lors de l’assemblage de la puce microfluidique, orientez ce bord vers le haut (à l’opposé du polyimide) pour éviter qu’il n’interfère avec l’écoulement à travers le microcanal.
2. Joint coupé
   1. Concevez des joints en polyimide en forme de beignet à l’aide du logiciel de conception de découpeuse artisanale ou en important un design à partir d’un autre logiciel compatible.
   2. Dessinez deux cercles concentriques de 0,52 cm et 0,24 cm de diamètre, respectivement.
      REMARQUE : Un . Le fichier modèle DXF avec 32 joints est inclus en tant que fichier supplémentaire 3. Un joint est nécessaire pour chaque port lors de sa fixation au microcanal.
   3. Fixez le ruban polyimide de l’étape 1.3 sur le tapis de découpe, les deux avec le côté collant vers le haut. À l’aide d’un ruban de masquage de 2,54 cm de large, collez du ruban adhésif le long des quatre côtés du périmètre.
   4. Chargez le tapis de découpe dans le cutter en alignant les bords marqués du tapis avec les marques de flèche sur le cutter.
   5. Remplacez la lame utilisée pour les feuilles de polyester par une nouvelle lame à utiliser exclusivement pour couper le ruban de polyimide.
   6. En haut à droite de la page de conception sur l’écran de l’ordinateur, cliquez sur Envoyer pour passer en revue les matériaux et les paramètres de coupe.
   7. Entrez les paramètres de coupe de bande polyimide. Avec cette configuration, les paramètres recommandés sont les suivants : Profondeur de la lame : 9, Force : 1, Passes : 1 et Vitesse : 1.
      REMARQUE : Les recommandations de réglage des découpeuses artisanales sont basées sur les travaux de 2019 de Taylor et Harris⁵.
   8. Cliquez sur Soumettre pour soumettre le travail à l’emporte-pièce. Le cutter commence le processus de coupe, qui dure environ 40 s.
   9. Attendez que la lame revienne à sa position d’origine. Ensuite, retirez le tapis de découpe en appuyant sur le bouton d’éjection .
3. Assemblage de la feuille supérieure, du joint d’étanchéité et de l’orifice
   1. Placez la feuille de polyester coupée à l’étape 2.1 sur une surface plane, les saillies vers le haut.
   2. À l’aide d’une pince à épiler, décollez un joint du ruban de polyimide coupé à l’étape 2.2 et posez-le sur la face inférieure plate d’un port imprimé en 3D. Alignez les trous de l’orifice et du joint d’étanchéité ; Pour vous aider, insérez un embout de seringue dans le port et utilisez-le comme guide.
   3. Fixez le port avec joint à la feuille de polyester, à plat, en alignant le port et le trou d’entrée du flux. Encore une fois, utilisez l’embout de la seringue pour centrer l’orifice sur le trou d’entrée de la feuille. Maintenez en place pendant 30 s pour aider à sceller le joint en polyimide double face sur le dessus en copeaux de polyester.
      REMARQUE : Le port et la feuille supérieure doivent être fermement connectés à ce stade, avec la possibilité de soulever le port et la feuille supérieure ensemble en ramassant uniquement le port.
   4. Appliquez une petite quantité de superglue sur le périmètre du port tout en appuyant dessus pour créer un joint étanche permanent.
   5. Laisser de côté pendant 2-3 h ou utiliser un spray activateur de superglue et attendre 10 min pour assurer une étanchéité à l’eau.
      REMARQUE : Utilisez des gants et travaillez dans une hotte lorsque vous manipulez de la superglue.
4. Fabrication d’un corps de microcanaux en polyimide
   1. Concevez un corps à microcanaux à l’aide du logiciel de conception de découpeuse artisanale ou en important un dessin à partir d’un autre logiciel compatible.
   2. Tracez deux cercles de 0,36 cm de diamètre à une distance de 18,6 cm l’un de l’autre : ceux-ci correspondent aux trous d’entrée et de sortie de l’écoulement du dessus de la puce conçus en 2.1.3.
   3. Entre ces deux trous, insérez un rectangle de la largeur souhaitée et d’une longueur de 18,77 cm. Assurez-vous que 0,05 cm du rectangle chevauche les trous d’entrée et de sortie pour réduire le risque de déchirure accidentelle lors du retrait du négatif.
   4. Tracez une seule ligne perpendiculaire de 0,2 cm positionnée à 17,71 cm du trou d’entrée d’écoulement et à 0,2 cm du canal de chaque côté.
      REMARQUE : Un . Le fichier modèle DXF est inclus en tant que fichier supplémentaire 4. Cette conception concerne un microcanal de 18,77 cm de longueur et 400 μm de largeur, comme le montre la figure 1B.
   5. Fixez le ruban de polyimide coupé à l’étape 1.1 sur le tapis de découpe, les deux avec le côté collant vers le haut. À l’aide d’un ruban de masquage de 2,54 cm de large, collez du ruban adhésif le long des quatre côtés du périmètre.
   6. Chargez le tapis de découpe dans le cutter en alignant les bords marqués du tapis avec les marques de flèche sur le cutter. Gardez la même lame que celle utilisée pour couper les joints à l’étape 2.2.
   7. En haut à droite de la page de conception sur l’écran de l’ordinateur, cliquez sur Envoyer pour passer en revue les matériaux et les paramètres de coupe. Utilisez les mêmes paramètres de coupe que ceux saisis pour les joints à l’étape 2.2.7.
   8. Cliquez sur Soumettre pour envoyer le travail à l’emporte-pièce. Le cutter commence le processus de coupe, qui dure environ 15 s.
   9. Attendez que la lame revienne à sa position d’origine. Ensuite, retirez le tapis de découpe en appuyant sur le bouton d’éjection de l’emporte-pièce. Un microcanal avec des caractéristiques visibles d’entrée, de sortie et de point de capture est maintenant découpé dans le polyimide.
      REMARQUE : Orientez la puce de manière à ce que le point de capture soit plus proche de la sortie ; Dans la conception fournie, il se trouve à 1,107 cm de la sortie, de sorte que la distance entre le trou d’entrée du traceur et le point de capture est de 15 cm.
   10. Retirez le matériau polyimide négatif du canal à l’aide d’une pince à épiler. Selon la largeur et les caractéristiques du microcanal, il s’agit d’une procédure très délicate mieux adaptée aux pinces à épiler de haute précision.
   11. Retirez tout le matériau du tapis de découpe et mettez le microcanal de côté ; Assurez-vous que le côté collant reste intact.
5. Assemblage de la puce microfluidique
   1. Placez le ruban adhésif côté collant vers le haut sur une surface plane.
   2. Placez le rectangle inférieur en polyester (sans trous) dimensionné à l’étape 1.2 sur le ruban de polyimide exposé. Centrez la bande de polyimide dans la largeur du polyester.
   3. Appliquez une pression vers le bas avec un rouleau pour éliminer les grosses bulles et vérifiez qu’il n’y a pas de débris ou de plis dans le polyamide.
   4. Retournez le ruban adhésif en polyimide et retirez son couvercle de protection par le dessous.
   5. Alignez la feuille de polyester supérieure montée avec le port imprimé en 3D sur l’entrée et la sortie du ruban de polyimide, et posez la feuille de polyester sur le polyamide.
   6. Appliquez une pression vers le bas à l’aide d’un rouleau pour éliminer les grosses bulles et vérifiez qu’il n’y a pas de débris ou de plis dans le ruban de polyimide.
      REMARQUE : Des débris importants dans le canal ou sur les parois, ainsi que des trous d’entrée et de sortie mal alignés, ont un impact sur l’écoulement laminaire, compromettant l’expérience. Ceci termine la fabrication d’une puce microfluidique comme le montre la figure 1C.
6. Montage de la zone d’expérimentation
   1. Configuration de la pompe à seringue
      1. Remplissez une seringue en verre de 0,5 mL avec de l’eau désionisée (DI). Montez la seringue sur le pousse-seringue programmable et appuyez sur le bouton d’avance rapide jusqu’à ce que l’eau commence à sortir de l’embout de la seringue.
      2. Coupez et connectez un morceau de tube en polytétrafluoroéthylène (PTFE) de 50 cm de long (0,3048 mm de diamètre intérieur, 0,762 mm de diamètre extérieur) à un embout de seringue de 27 g de 1,27 cm de longueur et de diamètre extérieur de 0,4064 mm. À l’aide d’une pince à épiler, insérez le tube sur l’embout de la seringue et tirez vers le bas.
         REMARQUE : Faites une petite coupe d’environ 1 mm pour fournir une zone d’ouverture plus large dans le tube en PTFE et guidez l’extrémité de la seringue à l’intérieur, comme illustré à la Figure 2.
      3. Remplissez l’embout de la seringue relié au tube avec de l’eau DI de manière à ce qu’un ménisque convexe se forme à l’ouverture.
      4. Fixez l’embout à la seringue en verre montée sur la pompe, en veillant à ce qu’aucune bulle d’air ne se forme dans la seringue ou l’embout de la seringue.
      5. Réglez le tire-seringue pour infuser uniquement. Entrez le type et la taille de la seringue à 0,5 ml.
   2. Configuration du panneau lumineux
      1. Branchez le panneau lumineux et positionnez-le près du bord de la paillasse du laboratoire. C’est la surface sur laquelle le microcanal sera collé et l’essai expérimental aura lieu.
      2. Allumez le panneau lumineux à son mode de luminosité le plus élevé. Il est essentiel d’assurer un éclairage constant dans la zone où les expériences sont menées, car chaque changement influence la capture d’image de l’appareil photo.
      3. Collez la puce microfluidique assemblée à l’étape 2.5 sur le panneau lumineux à l’aide d’un ruban de masquage de 2,54 cm de large.
         REMARQUE : Collez le canal suffisamment près du bord de la paillasse de laboratoire pour qu’il puisse être photographié avec la configuration de l’appareil photo décrite à l’étape 2.6.3. Dans ce dispositif expérimental, une telle distance est de 1 cm.
   3. Configuration de l’appareil photo
      1. Insérez la carte SD sécurisée dans l’appareil photo reflex numérique et utilisez une batterie enfichable pour alimenter l’appareil photo. Montez un objectif macro 20 mm f/2 sur l’appareil photo. Connectez l’appareil photo à un déclencheur à distance.
      2. Installez le trépied et montez l’appareil photo avec l’objectif macro au-dessus de l’expérience, face vers le bas. Utilisez un niveau pour vous assurer que l’objectif macro est parallèle à la région du canal d’intérêt.
      3. Centrez la vue de la caméra sur le point de capture coupé dans la bande de polyimide. La caméra doit être à au moins 1 cm au-dessus du panneau lumineux afin de pouvoir capturer à la fois le point de capture coupé et une vue large du canal. Les images seront capturées à un endroit fixe en aval de l’emplacement d’entrée du traceur.
      4. Allumez l’appareil photo et réglez-le en mode manuel avec une vitesse d’obturation de 1/100 s et ISO 800. Réglez la qualité de l’image sur JPEG Fine et la taille de l’image sur Large. Réglez le réglage de la balance des blancs sur Fluorescent 2. Ouvrez les options de la zone d’image et définissez la zone d’image sur DX (24x16). L’objectif macro est réglé sur F2.6 avec un grossissement de ×4.
      5. Programmez l’appareil photo à l’aide du déclencheur à distance pour prendre des photos toutes les 1 s.
         REMARQUE : Les paramètres de l’appareil photo signalés sont basés sur les conditions environnementales et changeront en fonction de l’éclairage ambiant, de l’appareil photo, de l’objectif, etc.
7. Préparation du traceur
   1. Mesurer 0,60 g de poudre de sel de sodium de fluorescéine pour préparer la solution de traçage. Diluer la poudre dans 1 L d’eau distillée pour obtenir la concentration de colorant souhaitée (concentration de 0,6 g/L).
      REMARQUE : Le colorant utilisé et sa concentration peuvent être modifiés au besoin. Cependant, il faut vérifier qu’il existe une relation linéaire entre l’intensité du traceur et la concentration. Ici, cela a été accompli en imageant des échantillons à l’aide de conditions expérimentales avec des concentrations et des hauteurs de canal connues variables. La concentration de 0,6 g/L de sel de sodium de fluorescéine a été choisie pour se situer dans la plage, produisant une relation linéaire lors du tracé des valeurs d’intensité du canal bleu à partir de l’image complète rouge, vert et bleu (RVB). Une photo de l’ensemble de l’installation expérimentale est présentée à la figure 3. La figure 4 montre les diagrammes de dessus ( figure 4A) et de côté ( figure 4B) du dispositif expérimental.

3. Essai

1. Coup monté
   1. Appliquez une couche de ruban adhésif sur le dessus du trou d’entrée du traceur pour éviter l’écoulement, en vous assurant qu’un côté est plié pour faciliter le retrait.
   2. Faites fonctionner la pompe à seringue programmable pour inonder le microcanal avec de l’eau DI à un débit très lent.
      REMARQUE : Pour un microcanal de dimensions h x l x l = 100 μm x 400 μm x 18,77 cm, utilisez un débit volumétrique de 2,4 μL/min (correspondant à un débit de 0,1 cm/s).
   3. Lorsque l’inondation est terminée après environ 5 minutes, assurez-vous qu’aucune bulle d’air ne s’est formée.
      REMARQUE : Si des bulles d’air se forment et ne peuvent pas être éliminées en prolongeant simplement le temps d’inondation, retirez l’eau désionisée et rincez le microcanal avec une petite quantité d’éthanol ou un autre fluide à faible cohésion et à faible tension superficielle. Ensuite, inondez à nouveau rapidement le canal avec de l’eau déminéralisée, en veillant à bien le rincer afin qu’il ne reste plus d’éthanol.
   4. Éteignez le pousse-seringue.
2. État initial
   1. Remplissez l’embout d’une micropipette de 0,5 μL avec le traceur mélangé à l’étape 2.7.
   2. Décollez le revêtement du ruban adhésif du trou d’entrée du traceur à l’aide de la languette pliée. À l’aide du coin d’une lingette à faible peluche, retirez légèrement l’eau DI du trou d’entrée du traceur et attendez 30 s pour garantir la stabilisation des fronts d’eau DI.
   3. Une fois le temps écoulé, déchargez le contenu de la micropipette dans le trou d’entrée. Refermez immédiatement le trou en lissant le ruban dessus en utilisant une pression minimale dans un mouvement fluide.
      REMARQUE : Cette étape crée la condition initiale du traceur. Avant que l’exploitation expérimentale puisse être lancée, le traceur devra diffuser sur toute la section efficace du microcanal.
   4. Attendre un certain temps t_w > t wd pour que le_bolus de traceur diffuse sur la section efficace du microcanal.
      REMARQUE : Calculez le temps de diffusion le long de la largeur du canal comme suit : t_wd = (w/2)²/κ, où κ est le coefficient de diffusion moléculaire du traceur (cm²/s) et w/2 est la moitié de la largeur du microcanal. En supposant que le traceur soit injecté au milieu du canal, la distance maximale qu’il devra parcourir pour atteindre un mur pendant cette période d’attente est la moitié de sa largeur. Cette façon de calculer le temps d’attente, t_w, est généralisable à n’importe quelle section avec un choix approprié de longueur caractéristique. Dans les résultats représentatifs rapportés ici, le temps d’attente est d’environ t_w = 14 s pour w = 400 μm et h = 100 μm.
3. Couler
   1. Assurez-vous que le pousse-seringue est réglé sur le débit volumétrique souhaité.
   2. Démarrez simultanément le tire-seringue et activez la gâchette à distance. Exécutez l’expérience pendant 5 minutes, en prenant des photos à 1 image par seconde.
      REMARQUE : Un débit volumétrique de 2,4 μL/min correspond à un débit de 0,1 cm/s dans un microcanal de w = 400 μm et de hauteur h = 100 μm (rapport d’aspect : λ = 1/4).

4. Traitement des données

1. Retirez la carte mémoire de l’appareil photo et téléchargez les images sur un ordinateur avec le logiciel de traitement d’image à utiliser pour l’analyse.
2. Traitement expérimental des données
   REMARQUE : Les fichiers de codes utilisés pour le traitement des données sont inclus dans le Fichier supplémentaire 5.
   1. Lancez les fichiers de traitement des données fournis. Une image capturée par l’appareil photo reflex numérique s’affiche à l’écran. Cliquez et faites glisser une zone rectangulaire, en alignant sa hauteur sur la distance entre les parois du microcanal.
   2. Si les côtés horizontaux du rectangle ne sont pas parfaitement alignés avec les parois du microcanal, l’image doit être tournée. Placez le curseur sur un coin du rectangle, cliquez dessus et faites-le pivoter de sorte que ses parois horizontales soient parallèles à celles du microcanal. Appuyez sur n’importe quelle touche pour continuer ; la fenêtre contextuelle de la photo se ferme et se rouvre après avoir été tournée, comme illustré à la figure 5A.
   3. Cliquez et faites glisser une zone carrée dont la longueur du côté correspond à la distance entre les parois du microcanal et centrée au point de capture. Il s’agira de la région d’intérêt pour l’acquisition de données, illustrée à la figure 5B ; Chaque image de la séquence sera recadrée en utilisant cette même région. Appuyez sur n’importe quelle touche pour continuer ; La fenêtre contextuelle de l’image se fermera.
   4. À chaque pixel de la zone recadrée, extrayez le canal bleu de l’image RVB complète (Figure 5C) et inversez-le en soustrayant sa valeur de 255, la valeur maximale du canal de couleur (Figure 5D).
      REMARQUE : Sélectionnez le canal bleu ('B' sur le RVB complet) car il est le meilleur pour capturer l’intensité du colorant fluorescéine lorsque vous essayez de distinguer la région du canal de la limite de la bande de polyimide avec la source d’éclairage utilisée⁶.
   5. Calculez la valeur moyenne de l’intensité du canal bleu inversé pour la région recadrée.
   6. Répétez les étapes 4.2.4 à 4.2.5 pour toutes les images restantes afin d’extraire et de stocker la valeur moyenne de l’intensité du canal bleu inversé pour la région recadrée de chaque photo. Il en résulte une série chronologique pour l’intensité moyenne du canal bleu inversé au point de capture.
3. Ajustement extrapolé
   1. La boîte à outils non linéaire curveFitter intégrée dans le code prend en entrée l’intensité moyenne de la série temporelle de canal bleu inversé produite à l’étape 4.2.6 et produit un ajustement à l’aide de l’équation personnalisée :
      (1)
      Le code utilise une approche non linéaire des moindres carrés pour calculer le meilleur ajustement pour quatre paramètres : h₃, x₁, K et h₄. Ici, h₄ est une correction de l’intensité de base expérimentale mesurée lorsque le microcanal est rempli d’eau DI. Le paramètre K est le coefficient de dispersion amélioré expérimental.
      REMARQUE : L’équation (1) est adaptée de la prédiction de la théorie de la dispersion de Taylor pour l’évolution de la concentration du traceur au cours du temps ^2,5,9 rapportée dans les résultats représentatifs sous forme d’équation (2).

Résultats

Les étapes de fabrication de la puce microfluidique sont illustrées à la figure 1. Nous incluons dans la figure 2 les étapes suggérées pour connecter le tube en PTFE à l’embout de la seringue utilisé pour injecter le flux de fond d’eau désionisée (DI) dans la puce microfluidique à travers la pompe à seringue programmable. La figure 3 comprend une photo étiquetée de l’ensemble de l’installation expérimentale. La figure 4 comprend des diagrammes de vue de dessus (figure 4A) et de côté (figure 4B) de la configuration expérimentale mettant en évidence le positionnement relatif de la puce microfluidique et de la caméra. La figure 5 présente la séquence des opérations appliquées aux images expérimentales pendant la phase de traitement des données du protocole. Dans la figure 5A , nous montrons comment le code aligne le microcanal horizontalement (si nécessaire), puis la figure 5B montre le recadrage de la région carrée d’intérêt centrée autour du point de capture et avec la longueur latérale définie par la largeur du microcanal, w. La figure 5C isole le canal bleu de l’image RVB complète dans la région d’intérêt recadrée, et enfin la figure 5D montre la valeur d’intensité inversée pour le canal bleu de la région recadrée obtenue en la soustrayant de 255 (l’intensité maximale pour chaque canal de couleur).

La figure 6 superpose les résultats d’une série expérimentale (en pointillés) avec l’ajustement extrapolé correspondant (solide). Ici, chaque point de données expérimentales est la valeur moyenne de l’intensité du canal bleu inversé calculée à l’aide des étapes de traitement des données illustrées à la figure 5. Au point de capture fixe en aval de l’entrée du traceur, la théorie de la dispersion^{de Taylor 2,5,9} prédit que l’évolution de la concentration du traceur au fil du temps est décrite par :

(2)

où C(t) est la concentration moyenne transversale du traceur (g/L), dont il a été vérifié qu’elle est linéairement liée à l’intensité mesurée du traceur ; C₀ est la concentration initiale du traceur (g/L), U est le débit (cm/s), t est le temps (s) et x (cm) est la coordonnée axiale dans le canal par rapport au lieu d’injection du traceur. K est le coefficient de dispersion amélioré du traceur (cm²/s) en raison de l’interaction de l’advection et de la diffusion moléculaire. Nous saisissons les paramètres expérimentaux et utilisons l’application d’ajustement de courbe non linéaire du code (curveFitter) pour trouver la meilleure valeur d’ajustement pour K. Trois cadres expérimentaux pour le temps t = 140 s, 150 s et 200 s sont représentés à côté des courbes expérimentales (pointillées) et ajustées (solides) produites pour un essai expérimental à un débit U = 0,1 cm/s dans un microcanal de longueur 18,77 cm et de rapport d’aspect λ = 1/4 ; cela correspond au numéro Péclet Pe 88. Ici, le traceur est constitué de 0,6 g/L de sel de sodium de fluorescéine dilué dans de l’eau DI avec un coefficient de diffusion moléculaire rapporté dans la littérature^10,11 comme κ = 5,70 x ^10-6 cm²/s. Toutes les expériences rapportées dans ce manuscrit ont été menées à une température ambiante de 22 °C.

Le coefficient de dispersion amélioré expérimental, K, peut être utilisé pour évaluer la validité de notre configuration expérimentale et de notre protocole en calculant une quantité connexe – le facteur de dispersion ^2,5,9,12, f. Ce paramètre dépend de la géométrie du canal et est calculé comme suit : ^5,12,13 :

(3)

où κ est le coefficient de diffusion moléculaire du traceur (cm²/s) et h/2 est la longueur caractéristique choisie. Le nombre de Péclet est un paramètre non dimensionnel quantifiant le rapport entre les effets advectifs et les effets diffusifs, Pe = Uh/(2κ). La figure 7 montre une bonne concordance entre les résultats du facteur de dispersion obtenus lors d’essais expérimentaux dans des microcanaux avec des sections transversales rectangulaires de trois rapports d’aspect et débits différents, et le comportement théorique du facteur de dispersion ^5,12,13.

Figure 1 : Fabrication d’une puce microfluidique. (A) Conception de la feuille de polyester supérieure d’une puce de 21 x 5 cm. Trois trous sont découpés par le cutter de bureau, de gauche à droite, pour servir respectivement d’entrée d’écoulement, d’entrée de traceur et de sortie d’écoulement. (B) Conception d’un microcanal en polyimide de 18,77 cm avec un point de capture à 15 cm en aval de l’entrée du traceur. (C) Vue éclatée de l’assemblage de la puce microfluidique, de bas en haut : couche inférieure de polyester, couche de microcanal de polyimide, couche supérieure de polyester avec joint en polyimide et port imprimé en 3D. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2 : Schéma montrant comment connecter un tube en PTFE à un embout de seringue. Le diamètre intérieur du tube est de 0,3048 mm et le diamètre extérieur de l’embout de seringue 27-G est de 0,4064 mm, de sorte qu’une petite coupe d’environ 1 mm (à gauche) peut être utile pour fournir une zone d’ouverture plus large pour guider l’embout de la seringue (au centre). À l’aide d’une pince à épiler, insérez le tube sur l’embout de la seringue et tirez vers le bas (à droite). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Photo étiquetée du dispositif expérimental. De gauche à droite : un appareil photo reflex numérique doté d’un objectif macro 20 mm f/2 est monté face vers le bas sur un trépied pour capturer le microcanal collé au panneau lumineux éclairé. Une seringue en verre de 0,5 mL reliée au microcanal par un tube en PTFE est fixée sur la pompe à seringue programmable. Le déclencheur à distance est utilisé pour activer la caméra pendant les essais expérimentaux. La micropipette est utilisée pour générer la condition initiale du traceur, comme décrit à l’étape 3.2 du protocole. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Diagrammes du dispositif expérimental (non à l’échelle). (A) Vue de dessus, de gauche à droite : pousse-seringue programmable monté avec une seringue en verre de 0,5 mL ; Tube en PTFE reliant la pousse-seringue à la puce microfluidique ; puce microfluidique collée sur un panneau lumineux à 1 cm du bord ; micropipette utilisée pour injecter la solution de traceur à travers le trou d’entrée du traceur ; Appareil photo reflex numérique avec objectif macro monté sur le trépied, face vers le bas pour cadrer le point de capture. (B) Vue latérale, de gauche à droite : tube en PTFE reliant le pousse-seringue à la puce microfluidique ; embout de seringue et port imprimé en 3D sur puce microfluidique ; micropipette utilisée pour injecter la solution de traceur à travers le trou d’entrée du traceur ; Appareil photo reflex numérique avec objectif macro monté face vers le bas à 1 cm au-dessus du point de capture. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5 : Étapes de traitement d’image dans le code fourni (voir le fichier supplémentaire 5). (A) Image expérimentale tournée de manière à ce que le microcanal soit horizontal. Barre d’échelle : 1000 μm. (B) Sélection carrée pour la région d’intérêt (ROI) à recadrer avec une longueur de côté correspondant à la distance entre les parois des microcanaux ; ici, 400 μm. (C) ROI recadré où le canal bleu est sélectionné dans l’image complète rouge, verte et bleue (RVB). Barre d’échelle : 200 μm. (D) Canal bleu inversé pour le retour sur investissement recadré. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 6 : Moyenne transversale de l’intensité du traceur en fonction du temps passé au point de capture de la caméra pour le traceur de fluorescéine (en pointillés) superposé à l’ajustement de la courbe extrapolée (solide). Cet essai a été réalisé avec 0,6 g/L de sel de fluorescéine sodique dans un traceur d’eau DI, sur un microcanal de 18,77 cm de longueur et d’aspect λ = 1/4, à un débit de 0,1 cm/s et Pe 88. L’intensité du canal bleu inversé pour trois images expérimentales à des moments de 140 s (bleu), 150 s (orange) et 200 s (vert) est indiquée au-dessus du graphique avec une luminosité doublée pour plus de clarté. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 7 : Facteur de dispersion par rapport au rapport d’aspect des microcanaux. Comparaison des valeurs théoriques (courbe bleue) et expérimentales (points noirs) pour le facteur de dispersion, f. La courbe théorique est obtenue à l’aide du solveur d’équations aux dérivées partielles intégré à la méthode des éléments finis dans Wolfram Mathematica (NDSolve)¹². Nous montrons la moyenne et l’écart-type des données expérimentales pour : quatre essais avec λ = 0,1 et débit 0,02 cm/s ; douze essais avec λ = 0,25 et des débits de 0,05 cm/s (quatre), 0,1 cm/s (quatre) et 0,2 cm/s (quatre) ; Quatre essais avec λ = 0,5 et débit 0,1 cm/s. Toutes les expériences ont été menées sur des microcanaux de longueur 6,07 cm (avec un point de capture à 3 cm en aval de l’entrée du traceur) ; Les résultats ont ensuite été évalués sur des microcanaux de 18,77 cm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Fichier supplémentaire 1 : Fichier .sdlprt pour le port Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Dossier supplémentaire 2 : . Fichier modèle DXF de la couche supérieure de la puce. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Dossier supplémentaire 3 : . Fichier modèle DXF des joints de puce. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Dossier supplémentaire 4 : . Fichier modèle DXF du microcanal de la puce. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Fichier supplémentaire 5 : fichiers de code MATLAB utilisés pour le traitement des données. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Discussion

Dans ce rapport, nous avons présenté un dispositif expérimental et un protocole reproductibles et accessibles pour adapter l’expérience de dispersion de Taylor à l’échelle microfluidique. Nous tirons parti d’une technique de xurographie existante⁵ pour fabriquer nos microcanaux en interne à faible coût en utilisant l’impression 3D et un découpeur de bureau. La norme industrielle actuelle pour la fabrication de microcanaux implique la création de moules maîtres dans lesquels les canaux peuvent être coulés. Par rapport à la technique décrite dans ce manuscrit, ces méthodes peuvent avoir une résolution de canal et une taille de caractéristique nettement meilleures (certaines aussi petites que 0,1 μm), mais présentent l’inconvénient de frais généraux beaucoup plus élevés, jusqu’à des dizaines de milliers de dollars (¹⁴ USD). En plus des frais généraux initiaux, toute modification des caractéristiques de conception des canaux nécessite à la fois la création d’un nouveau moule maître et le durcissement de nouveaux canaux, ce qui augmente les temps d’arrêt. En revanche, le coût de démarrage de l’équipement de fabrication de canaux utilisé dans ce rapport est d’environ 300 USD ; cela est comparable à la méthode la moins coûteuse de production d’un moule maître (comme l’utilisation de techniques à base de polydiméthylsiloxane (PDMS)), mais présente l’avantage que les modifications de la conception des canaux et l’impression de nouveaux canaux prennent beaucoup moins de temps tout en maintenant une rugosité de surface comparable aux principales techniques de fabrication pour les canaux de 200 μm de large⁵. Nous sommes capables de découper une puce microfluidique en moins de 5 minutes et pour moins de 1 USD.

Dans ce protocole, les données sont enregistrées à un point de capture fixe en aval de l’entrée du traceur par imagerie en fond clair à l’aide d’un appareil photo reflex numérique monté avec un objectif macro. Bien que le protocole ait été développé à l’aide d’une solution de sel de sodium de fluorescéine dans de l’eau déminéralisée (DI), cette méthode d’imagerie est applicable à d’autres types de colorants, tels que les colorants alimentaires, tant qu’il existe une relation linéaire entre l’intensité et la concentration du traceur. La gamme potentielle de produits chimiques à utiliser peut être élargie en tenant compte de leur spectre d’absorption et de leur éclairage de fond. Cependant, nous notons que certains colorants alimentaires sont dérivés de matières végétales et peuvent contenir plus d’une espèce chimique ; Il faut faire preuve de prudence lors de la sélection du colorant alimentaire à utiliser pour éviter les résultats contradictoires.

La validité de cette configuration et de ce protocole a été vérifiée en calculant le facteur de dispersion expérimental, f, pour varier le rapport d’aspect des canaux et le débit expérimental, et en le comparant à ses valeurs théoriques pour les microcanaux de sections transversales rectangulaires, comme le montre la figure 7. Nous avons également calculé le coefficient de diffusion, κ, pour des traceurs passifs monospécifiques dans ces conditions expérimentales variables. Le tableau 1 présente le coefficient de diffusion moléculaire du sel de sodium de fluorescéine obtenu à partir de cette étude expérimentale. Plus précisément, les valeurs κ tabales ont été calculées à partir de l’équation (3) en utilisant des ajustements expérimentaux pour le coefficient de dispersion amélioré, K, et des valeurs théoriques pour le facteur de dispersion, f. Nous rapportons les valeurs moyennes de quatre expériences sur des microcanaux avec des rapports d’aspect (λ = 0,1, 0,25 et 0,5) et des débits (0,05, 0,1 et 0,2 cm/s) variables. Pour chacun, nous incluons également l’erreur relative par rapport à la valeur théorique^10,11, κ = 5,70 x ^10-6 cm²/s, démontrant ainsi la précision de notre méthode. Enfin, pour chaque ensemble de paramètres expérimentaux, nous rapportons le nombre de Péclet et l’intervalle de temps non dimensionnel défini en divisant le temps dimensionnel t lorsque la courbe d’intensité expérimentale s’écarte de la ligne de base, par le temps de diffusion t_d = h²/(4κ). Nous incluons la plage de temps expérimentale non dimensionnalisée pour démontrer que notre système est entré dans le régime de dispersion de Taylor et peut donc être bien approximé par un profil gaussien¹⁵. En fait, les temps d’observation indiqués dans les deux dernières colonnes du tableau 1 sont d’environ 2 à 5 fois (ou plus) le temps de diffusion t_j.

Ensuite, nous avons étendu le protocole pour étudier l’interaction et la séparation des ions multi-espèces. Nous rapportons ci-dessous nos résultats de l’application de l’expérience de dispersion de Taylor à une solution électrolytique multi-espèces obtenue en mélangeant de la fluorescéine, du sel de sodium et du colorant alimentaire bleu dans de l’eau DI. La figure 8 montre l’évolution temporelle des courbes d’intensité du canal bleu inversé au point de capture de la caméra pour trois solutés : une solution de colorant alimentaire bleu dans de l’eau DI (–), une solution de sel de fluorescéine sodique dans de l’eau de DI (...), et une solution mixte de colorant alimentaire bleu et de sel de sodium de fluorescéine dans de l’eau de DI (----). Chaque courbe est la moyenne de cinq essais expérimentaux avec un écart-type dans chaque direction (ombrage). Les courbes montrent que les expériences avec des colorants alimentaires bleus seuls (–) ont atteint un minimum en premier, par rapport à l’échelle de temps du maximum pour les expériences sur le sel de sodium à la fluorescéine (...). Cela est cohérent avec le fait que le sel de sodium de fluorescéine a un coefficient de diffusion moléculaire d’un ordre de grandeur inférieur à celui du bleu 1, l’ingrédient colorant pour le colorant alimentaire bleu utilisé¹⁶. Les expériences en solution mixte (----) mettent en évidence cette différence d’échelle de temps et la séparation ionique qui en résulte visible à travers un changement de concavité dans le profil d’intensité ; La courbe plonge d’abord en dessous de la ligne de base avant de se tourner vers le haut et d’atteindre un pic au-dessus de la ligne de base. Dans la figure 9 , nous traçons la même courbe d’intensité du canal bleu inversé en solution mixte (----) superposée à une courbe obtenue en additionnant les contributions individuelles des expériences de colorant alimentaire bleu et des expériences de sel de sodium à la fluorescéine (+++). La différence entre les deux courbes souligne l’effet de l’interaction ion-ion sur la courbe d’intensité de la solution mixte. Lorsque l’on additionne simplement les deux contributions individuelles du soluté, la courbe (+++) présente un minimum plus profond entraîné par la forte contribution inférieure à la ligne de base de la solution de colorant bleu (représentée par – sur la figure 8), avant que la concavité ne change sur une échelle de temps plus longue par rapport à la courbe de solution mixte (----). Enfin, la courbe de somme montre à nouveau un pic plus élevé au-dessus de la ligne de base par rapport à la courbe mixte, en raison du comportement de la solution de sel de sodium de fluorescéine (représenté par ... dans la figure 8). Le pic plus doux ainsi que le raccourcissement de l’échelle de temps sont une indication de l’interaction entre le colorant alimentaire bleu et les ions sel de sodium de fluorescéine.

Les profils d’intensité des figures 6, 8 et 9 présentent une asymétrie ; cela peut être dû à quelques différences entre la théorie classique de la dispersion^{de Taylor 2,5,9} et la quantité mesurée dans les expériences. Le profil de concentration prédit par l’équation (2) est symétrique dans l’espace, mais dans notre dispositif expérimental, la mesure est prise à un point de capture fixe en aval du site d’injection du traceur en fonction du temps. Lorsqu’il est considéré en fonction du temps, le profil résultant est intrinsèquement asymétrique. Cette asymétrie temporelle est cohérente avec les observations rapportées dans des études antérieures, notamment Taylor et Harris (2019)⁵. Une autre cause possible d’asymétrie est l’influence de la zone finie de la fenêtre de capture d’image expérimentale. Une alternative possible à l’ajustement gaussien décrit dans l’équation (1) consiste à ajuster les données expérimentales à l’intégrale de l’expression gaussienne dans l’équation (2) sur la région de capture d’image finie (en x), comme cela a été fait dans Bharadwaj, Santiago et Mohammadi (2002)¹⁷. Cette contribution à l’asymétrie devient particulièrement pertinente lorsque la taille de la boîte de capture est comparable à l’écart-type de la courbe gaussienne ; ici, la longueur de notre fenêtre de capture est toujours inférieure d’au moins un ordre de grandeur à l’écart-type de la gaussienne.

Cette méthode expérimentale peu coûteuse offre une approche accessible à l’expérience de dispersion de Taylor à l’échelle microscopique. L’étape la plus délicate du protocole est la fabrication et l’élimination du microcanal négatif. Au cours du processus de fabrication, des précautions supplémentaires doivent être prises pour s’assurer que le canal est sécurisé avant la coupe afin d’éviter les erreurs de coupe. Lors du retrait du négatif, assurez-vous qu’aucun matériau n’est laissé derrière et évitez tout contact avec les parois latérales du canal, qui doivent être lisses, parallèles et droites pour garantir des résultats expérimentaux fiables. Une limitation de cette méthode est la limite de résolution inhérente à la xurography. Dans ce manuscrit, les canaux les plus difficiles à produire sont ceux dont la largeur est de 200 m (et le rapport d’aspect λ = 0,5), qui repoussent les limites de^{la résolution 5} du coupe-outil. La principale cause d’erreur est le moteur pas à pas utilisé par le coupe-métier, qui déplace les lames par incréments définis en fonction d’engrenages mécaniques. Lorsque les conceptions exigent que les coupes soient comprises entre l’incrément d’étape défini, une erreur plus importante est introduite. Des travaux approfondis identifiant les limites de résolution de cette méthode de xurographie sont disponibles dans la littérature⁵.

Cette procédure expérimentale fournit un moyen simple de calculer le facteur de dispersion amélioré, K, et le coefficient de diffusion moléculaire, κ, des traceurs passifs monospécifiques. De plus, le protocole offre un moyen simple de visualiser l’interaction et la dynamique de séparation entre les espèces d’ions. Compte tenu de l’accessibilité et de la polyvalence de la plate-forme, cette méthode est adaptée à l’analyse de la dynamique entre les espèces ioniques et à une meilleure compréhension de l’interaction complexe des phénomènes de transport, et elle peut être facilement utilisée dans des applications telles qu’un micromélangeur.

					Temps non dimensionnel
Rapport d’aspect, λ	Débit (cm/s)	Expérimental κ (cm2/s)	Erreur relative	Nombre de Péclet (Pe)	tmin/tj	tmax/td
0.1	0.02	5.813 x 10-6 ± 3.797 x 10-7	1,982 x 10-2	~ 18	~ 30	~ 52
0.25	0.05	5.333 x 10-6 ± 4.179 x 10-7	6.443 x 10-2	~ 44	~ 11	~ 27
0.25	0.1	5.655 x 10-6 ± 2.822 x 10-7	7,838 x 10-3	~ 88	~ 6	~ 16
0.25	0.2	5,978 x 10-6 ± 1,724 x 10-7	4,884 x 10-2	~ 175	~deux	~ 10
0.5	0.1	5.444 x 10-6 ± 4.790 x 10-7	4.496 x 10-2	~ 88	~ 6	~ 16

Tableau 1 : Coefficient de diffusion moléculaire expérimental (κ) pour le sel de fluorescéine sodique. Les résultats sont calculés à partir de l’équation (3) à l’aide d’ajustements expérimentaux pour le coefficient de dispersion amélioré, K, et de valeurs théoriques pour le facteur de dispersion, f. Chaque ligne indique la valeur κ moyenne (et l’écart-type associé) pour quatre expériences sur des microcanaux avec un rapport d’aspect (λ = 0,1, 0,25 ou 0,5) et un débit (0,05, 0,1 ou 0,2 cm/s) spécifiés. Pour chacun, nous incluons l’erreur relative par rapport à la valeur théorique^10,11, κ = 5,70 x ^10-6 cm²/s, pour démontrer la précision de notre méthode. De plus, pour chaque ligne, nous listons le nombre de Péclet expérimental et la plage de temps non dimensionnelle définie en divisant le temps dimensionnel t lorsque la courbe d’intensité expérimentale s’écarte de la ligne de base, par le temps de diffusion t_d = h²/(4κ).

Figure 8 : Évolution temporelle de l’intensité moyenne du traceur du canal bleu inversé au point de capture de la caméra pour trois traceurs. Evolution temporelle de l’intensité moyenne du traceur de canal bleu inversé au point de capture de la caméra pour trois traceurs : solution de colorant alimentaire bleu dans de l’eau DI (au rapport de concentration colorant alimentaire : DI = 1:20 mL, –), solution de sel de fluorescéine sodique dans de l’eau DI (à une concentration de 0,6 g/L, ...), et une solution mixte contenant à la fois du colorant alimentaire bleu et du sel de sodium de fluorescéine avec les mêmes concentrations que dans leurs expériences de traceur individuelles (----), c’est-à-dire colorant alimentaire bleu : DI = 1:20 mL et 0,6 g/L de fluorescéine. Chaque courbe est la moyenne de cinq essais expérimentaux avec un écart-type dans chaque direction (ombrage). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 9 : Évolution temporelle de l’intensité moyenne du traceur de canal bleu inversé au point de capture de la caméra pour une solution mixte. Evolution temporelle de l’intensité moyenne du traceur de canal bleu inversé au point de capture de la caméra pour une solution mixte contenant du colorant alimentaire bleu et du sel de sodium de fluorescéine (----) avec un colorant alimentaire bleu : DI = 1:20 mL et 0,6 g/L de fluorescéine, et une courbe de somme (+++) combinant l’intensité des expériences de solution de colorant alimentaire bleu (courbe solide sur la figure 8, –) et les expériences sur la solution de sel de sodium fluorescéine (courbe pointillée sur la figure 8, ...). La courbe mixte est la moyenne de cinq essais expérimentaux avec un écart-type dans chaque direction (ombrage). L’écart-type de la courbe de somme est calculé en prenant la racine carrée de la somme des écarts-types au carré des expériences avec chaque solution de traceur individuelle. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Pipette à volume réglable, 0,5 ; 10 &mu ; L	MUHWA  ;	B08TBPMKZL	Transformé en table
Tapis de découpe camée, 12 x 12 po	Silhouette Amérique	8.19177E+11	Utilisation de la fonction aphabetize dans la table
Batterie enfichable pour appareil photo	NEEWER	B0B5WY8T96	suppression des ports imprimés en 3D
Trépied d’appareil photo  ;	Avant-garde	B00CCA1Y3S	ajout de l’imprimante 3D Form 2 ajout de l’imprimante 3D Form 2
Résine transparente V5	Formlabs	https://formlabs.com/store/materials/clear-resin/	Résine d’impression 3D
Accélérateur de colle cyanoacrylate (CA)	Lien stellaire	B00BUVAZ5S	ajouté une résine également
Appareil photo reflex numérique	Nikon	D500	Ajout d’un logiciel d’imprimante
Logiciel de tableau de bord	Formlabs	https://formlabs.com/software/dashboard/	Logiciel d’impression 3D ajouté CAD solidworks
Désionisée	N/A	N/A	Ajout de MATLAB
Panneau d’éclairage LED à intensité variable	Kaiser Fototechnik	202455	Slimlite Plano 5000K 19,6 x 13,8 po a changé le lot FSS en numéro de catalogue
Ruban adhésif double face en polyimide, rouleau de 1 po x 36 v	Bertech	B00HFN6E0K
Fluorescéine colorant au sel de sodium - 100 g	Sigma-Aldrich	Référence 5184A17
Imprimante 3D Form 2	Formlabs	https://formlabs.com/3d-printers/form-2/
Seringue en verre avec embout Luer, 500 & micro ; L	Compagnie Hamilton	Réf. : 80801
Pince à épiler de haute précision, 0,004 po de large x 0,002 po d’épaisseur	McMaster Carr	ECCN : EAR99	Pointe pointue standard
Lingettes Kim	Kimtech	B0013HT2QW	4,4 x 8,4 pouces
Pointes de pipette liquide, 1000 pièces/sac	MUHWA  ;	B07S1WJCHP	1 nécessaire par essai expérimental
Objectif macro 20 mm f/2	Mitakon Zhongyi	B075JRGWW1
Ruban de masquage, 0,70 po x 54,6 vg	Marque Scotch	B00347A8E4
Logiciel MATLAB, édition 2023b	Travaux mathématiques	https://www.mathworks.com/products/matlab.html
Colle CA moyenne, 2 oz.  ;	Lien stellaire	126150047	Super colle cyanoacrylate de qualité supérieure
Carte mémoire, 64 Go	Disque San	&lrm ; B09X7C7NCZ
Néon assortiment de colorants alimentaires & colorant pour œufs, 1,5 fl oz	McCormick et Société, Inc.	B09PFV6275	Rose, vert et bleu. Seulement 1 flacon de colorant alimentaire bleu nécessaire. Ingrédients colorants alimentaires bleus : eau, propylène glycol, FD& C bleu 1, propylparabène (conservateur).
Balance de précision	Instruments de laboratoire Sartorius	BCE224 - 1S	Entris® ; II Ligne Essential. Utilisé pour peser la poudre de sel de fluorescéine et de sodium pour le mélange de traceurs.
Microtubes en PTFE, 0,012 » ID x 0,030 » OD	Cole Parer	MP-00060882	Tube de transfert de microbore. Minimum nécessaire : 50 cm.
Déclencheur programmable à distance	Pixel Pro	TW-283DC0/DC2
Ciseaux	Amazone	B01BRGUAT6
Scotch	Marque Scotch	B01C5IHGJW
Silhouette Cameo 4 Coupe-bordures	Silhouette Amérique	8.19177E+11
Silhouette Cameo AutoBlade (Type B)	Silhouette Amérique	8.19177E+11	2 nécessaires
Logiciel Silhouette Studio Basic Edition version 4.5	Silhouette Amérique	https://www.silhouetteamerica.com/silhouette-studio	Si vous importez le fichier . Fichiers modèles DXF fournis dans le cadre des fichiers supplémentaires dans cette version du logiciel, définissez d’abord les paramètres d’importation du logiciel pour lire la taille du fichier « en l’état » en cliquant sur : Modifier > préférences > Importer > DXF > Ouvrir > tel quel.
Brayer en caoutchouc souple, 4,75 x 1,75 x 6,62 pouces	Speedball	B003IFY622
Logiciel SOLIDWORKS, édition éducation	SOLIDWORKS	https://www.solidworks.com/solution/job-functions/educators
Pousse-seringue standard de perfusion/retrait 11 elite	Appareil de Harvard	70-4504
Embout de seringue avec Luer lock, taille de l’embout : 0,5 po, calibre 27, transparent	Metcal  ;	B00F4B9W40	2 nécessaires
Feuilles de polyester ultra transparentes, 12 x 12 x 0,007 po	Grafix	B001K7Q6Z0