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Article de méthode

Modèle éveillé de rat d’AVC ischémique avec complications neuropsychiatriques lors d’une observation de sept jours

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DOI :

10.3791/69194

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19 décembre 2025

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1Branch of the Shemyakin-Ovchinnikov Institute of Bioorganic Chemistry of the Russian Academy of Sciences, Russian Federation, 2Pushchino Branch of the Federal State Budgetary Educational Institution of Higher Education, Russian Biotechnological University (BIOTECH University), 3Shemyakin-Ovchinnikov Institute of Bioorganic Chemistry, Russian Academy of Sciences

Dans cet article

Résumé

Le nouveau modèle d’AVC ischémique focal chez les rats éveillés est proposé. Cela a été réalisé en injectant un embole aérien dans l’artère carotide interne des rats. Le développement de l’AVC ischémique focal a été confirmé par une coloration cérébrale avec du chlorure de triphényltétrazolium, des tests fonctionnels et l’évaluation des paramètres physiologiques.

Résumé

Le modèle translationnel de l’AVC expérimental chez le rat induit par une embolie gazeuse a été créé pour clarifier les caractéristiques du développement de l’AVC et évaluer l’effet neuroprotecteur des remèdes nouveaux et des médicaments éprouvés. Le protocole, modérément chronophage et travailleur, permet d’observer la dynamique de la mort rapide des neurones chez les animaux éveillés, offrant une opportunité unique d’évaluer la phase aiguë de l’AVC, y compris le délire, ainsi que de surveiller les perturbations autonomes telles que les variations de la pression artérielle, de la température corporelle et du volume respiratoire minime. L’air atmosphérique (100 μL) était administré par perfusion via un cathéter vasculaire placé rétrogradément dans l’artère carotide commune via l’artère carotide externe, à l’aide d’une pompe à perfusion. Vingt-quatre heures après l’embolisation, les animaux présentent des déficits comportementaux, moteurs stéréotypés et des différences histopathologiques. Au septième jour de l’expérience, une amélioration significative de l’état neurologique a été observée, et les résultats des tests comportementaux se rapprochaient de ceux des valeurs témoins. Parallèlement, une transition de l’infiltration neutrophile à l’infiltration des macrophages est observée dans la lésion ischémique. Le modèle proposé peut être utilisé dans des études précliniques, car il reproduit les complications neuropsychiatriques de la période post-AVC, ainsi que les changements physiologiques, fonctionnels et histopathologiques correspondants.

Introduction

L’objectif de cette recherche était de développer un modèle d’AVC ischémique cérébral focal chez les rats éveillés et d’obtenir la meilleure approximation possible de ce modèle aux aspects cliniques de l’AVC ischémique chez l’humain. Comme l’ont démontré les recherches de Söyland et al., 62,6 % des patients ont présenté des symptômes significatifs d’AVC ischémique à l’état d’éveil, tandis que seulement 19 % ont eu un AVC au réveil1. Par conséquent, la survenue d’un état d’éveil lors de l’embolisation des artères cérébrales chez les animaux est d’un grand intérêt. Les modèles classiques utilisés pour l’étude de l’AVC ischémique cérébral focal incluent les suivants : occlusion transcrânienne, occlusion du filament endovasculaire de l’artère cérébrale moyenne, occlusion embolique, occlusion d’endothéline-1 et photothrombose modèle2. Les méthodes classiques de modélisation exposent les animaux aux effets des anesthésiques, ce qui peut entraîner une distorsion des points d’extrémité dans le modèle ischémique de l’AVC. L’isoflurane est largement utilisé en chirurgie d’occlusion comme la méthode la plus rapide d’anesthésie par gaz 3,4,5. Cependant, le degré d’atteinte cérébrale après l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO) après 24 heures s’est avéré inversement proportionnel à la durée de l’anesthésie à l’isoflurane chez les animaux. Il a été démontré que l’isoflurane exerce un effet sur plus de 1 000 expressions géniquesdifférenciées liées à l’ischémie 6, un facteur qui pourrait aboutir à un modèle d’AVC ischémique qui n’est pas entièrement fiable.

Une méthodologie de modélisation ischémique de l’AVC chez le rat consiste à injecter le caillot sanguin dans l’artère carotideinterne 7. Néanmoins, l’induction de l’AVC ischémique dans ce modèle a été réalisée 1 heure après la cathétérisation avec de l’isoflurane. Il est concevable que ce préconditionnement ait perturbé le développement des conséquences neurologiques et physiologiques de l’administration du thrombus.

La méthode alternative pour modéliser l’AVC ischémique par embolisation de l’artère carotide interne chez les rats éveillés, suivie de lésions cérébrales focales dans le bassin de l’artère cérébrale moyenne, est proposée. La cathétérisation a été réalisée 24 heures avant la modélisation de l’AVC ischémique. Cela garantissait que les effets de l’administration de l’embolie n’étaient pas affectés par l’anesthésie.

Le modèle proposé n’utilise pas d’endothéline-18, de filament9 ou de pigmentcoagulable 10 pour l’ischémie. Le choix de l’agent à administrer aux rats via un cathéter reposait sur le principe que cette méthode serait réalisable, éliminant ainsi la nécessité de fixer l’animal dans un cadre stéréotaxique et de l’anesthésier 8,10.

De plus, le modèle permet d’observer les paramètres physiologiques et neurologiques chez les animaux immédiatement après l’embolisation ; Des méthodes alternatives de modélisation ischémique de l’AVC semblent incompatibles avec cela. Dans la littérature, les critères de lésions cérébrales et de troubles neurologiques après la modélisation de l’AVC ischémique sont le plus souvent évalués 24 heures après l’occlusion11, 12, 13, 14.

L’utilisation de rats éveillés dans la modélisation de l’AVC ischémique pourrait servir d’ajout ou d’alternative au modèle classique dominant de l’AVC ischémique focal. Cette approche facilite une investigation plus approfondie du potentiel neuroprotecteur des agents pharmaceutiques enregistrés ou en développement pour le traitement de l’AVC ischémique.

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Protocole

L’étude a été menée conformément aux procédures opérationnelles standard du laboratoire et a été approuvée par la Commission bioéthique du Comité institutionnel de soins et d’utilisation animale de la branche de l’Institut Shemyakin-Ovchinnikov de chimie bioorganique de l’Académie des sciences de Russie (Protocole n° 1016/25, daté du 17 janvier 2025). Dans cette étude, 28 rats mâles de Sprague-Dawley (SD), âgés de 10 à 12 semaines, ont été utilisés, avec un poids corporel moyen de 301 g et un statut microbiologique de Pathogène Spécifique (SPF). Les réactifs et l’équipement utilisés sont listés dans le tableau des matériaux.

1. Préparation animale

  1. Utilisez 28 rats mâles SD, âgés de 10 à 12 semaines, avec un statut SPF. Utilisez 12 animaux pour le groupe simulé, et 16 animaux pour modéliser l’AVC ischémique avec embolie gazeuse artérielle cérébrale (ECO).
  2. Stérilisez tous les instruments pendant 24 heures dans la solution désinfectante (0,5 % de chlorhexidine bigluconate dans 70 % d’éthanol).
  3. Anesthésiez les rats par injection intramusculaire avec un mélange de tilétamine 15 mg/kg et zolazepam 15 mg/kg + chlorhydrate de xylazine 10 mg/kg (conformément aux protocoles approuvés par l’institution).
  4. Assurez-vous que le stade chirurgical de l’anesthésie a été atteint : touchez le coin de l’œil de l’animal, pincez le bout de sa queue.
    REMARQUE : L’animal est considéré comme anesthésié lorsqu’aucun réflexe n’est observé après ces manipulations.
  5. Pince le champ opératoire de la région ventral du cou.
  6. Fixez l’animal sur la table d’opération en fixant les membres et les incisives supérieures avec des garrots souples.
  7. Découpez des tubes en polyéthylène de 0,8 mm de diamètre en tubes de 10 cm de long, puis torsadez une spirale stabilisatrice d’environ 5 mm de large à la pointe en enfilant la pointe du tube en polyéthylène sur un tube métallique et en le trempant dans de l’eau chaude (90 °C). Remplissez le tube d’héparine (50 ME). Scellez l’extrémité opposée de la spirale avec un bouchon fait d’un morceau de fil de pêche.
    REMARQUE : Le cathéter est fabriqué à partir de tubes en polyéthylène de qualité médicale. Évitez de plier ou de pincer le cathéter lors de la manipulation.

2. Cathétérisation de l’artère carotide

  1. Faites une incision d’environ 5 mm de long sur le côté ventral du cou de l’animal.
  2. Disséque le muscle du cou à l’aide de pinces. Ouvrez la zone où l’artère carotide se ramasse vers les artères carotide externe et interne.
  3. Trouve l’artère qui longe la trachée. Relâchez-la prudemment avec des pinces de la gaine du tissu conjonctif sans toucher le nerf vague qui court le long de l’artère.
  4. Utilisez des pinces pour isoler une section de l’artère carotide externe.
  5. Placez une ligature temporaire de 3 à 5 mm caudale à la bifurcation de l’artère carotide commune.
  6. Placer deux ligatures sur l’artère carotide externe, une immédiatement après la bifurcation et une distale à 4 mm de la bifurcation.
    REMARQUE : L’insertion d’un cathéter sera effectuée entre ces deux ligatures. La ligature placée immédiatement après la bifurcation fixera le cathéter dans le vaisseau.
  7. Sur l’artère carotide interne, placez une ligature crânienne temporaire à la bifurcation de l’artère carotide commune.
  8. Placez une ligature sur l’artère pterigopalatina après la bifurcation.
    REMARQUE : Lors de l’application des ligatures aux étapes 2.7 et 2.8, des saignements peuvent survenir en raison de la présence de collatéraux cachés derrière le tronc principal de l’artère carotide commune. Dans ce cas, ils devraient être ligats.
  9. Faites une incision sur l’artère carotide externe entre les ligatures à l’aide de ciseaux. Insérez le cathéter préparé (étape 1.7) dans le trou formé dans le vaisseau, le guidant vers l’artère carotide commune.
  10. Relâchez la ligature distale et poussez le cathéter plus bas dans le vaisseau jusqu’à ce qu’il pénètre dans l’artère carotide commune. Attachez soigneusement deux ligatures sur la section de l’artère carotide externe avec le cathéter à l’intérieur. Placez la troisième ligature avant le cathéter, et attachez-la également.
    1. Fixez le cathéter avec des ligatures sur l’anneau d’amorti. Retirez les ligatures des artères carotide et carotide externe.
      REMARQUE : Lors de l’effort sur le cathéter, du sang peut fuir du vaisseau.
  11. En cas de fuite de sang du vaisseau, placez des ligatures en double entre le trou du vaisseau et la troisième ligature.
  12. Guidez le cathéter fixe vers le garrot avec un directeur d’aiguille rainuré.
  13. Suturez la plaie ventrale avec du matériel de suture 4.0. Utilisez une suture continue.
  14. Suture le côté dorsal de la peau avec du matériel de suture 4.0 serré autour du cathéter. Utilisez une suture continue. Fixez un morceau de plâtre adhésif à l’extérieur du cathéter et attachez-le à la suture pour une fixation plus sûre.
  15. Administrez l’antibiotique ciprofloxacine à une dose de 5 mg/kg par voie intramusculaire.

3. Modélisation de l’ischémie cérébrale focale chez les animaux du groupe CAE

  1. Vingt-quatre heures après la cathétérisation du rat, placez l’animal en état d’éveil dans l’immobilisateur de laboratoire afin qu’il puisse accéder au cathéter placé sur le garrot.
  2. Placez une seringue remplie de solution saline à 0,5 mL (0,9 % de NaCl) avec une aiguille de 30 G dans la pompe à perfusion.
  3. Connectez l’aiguille de la seringue à un cathéter en polyéthylène vide (capacité de 100 μL). Connectez l’autre extrémité du cathéter en polyéthylène à celle implantée à l’aide d’un adaptateur.
    REMARQUE : L’implantation appropriée du cathéter et l’absence de thrombus sont prouvées lorsque l’héparine du cathéter implanté est transférée dans le cathéter contenant de l’air, provoquant une légère compression de l’air. La raison en est que la pression artérielle du rat dépasse la pression de l’air dans le cathéter connecté.
  4. Réglez le débit d’injection de la pompe à perfusion à 10 μL/min. Réglez le volume d’injection de la pompe d’infusion à 120 μL.
  5. Démarrez la pompe d’infusion. Injectez 100 μL d’air à partir du cathéter en polyéthylène et 20 μL de solution saline (0,9 % de NaCl).
    REMARQUE : L’injection est un processus de 10 minutes. À ce moment-là, observez l’animal. Lors de l’injection, l’animal peut vocaliser, ronger ou creuser l’immobilisateur.
  6. Sortez l’animal de l’immobilisateur.
  7. Évaluer immédiatement l’état neurologique de l’animal à l’aide d’une échelle de 0 à 5 points : 0 = pas de déficit neurologique, 1 = incapacité à redresser complètement le membre antérieur, 2 = rotation, 3 = perte du soutien du membre, 4 = pas de marche spontanée avec un niveau de conscience déprimé, et 5 = décès.
    REMARQUE : Pour une description plus détaillée, consultez la source15. Il est possible qu’un animal ne présente pas de trouble neurologique immédiatement après l’administration de l’air. Cela indique que l’occlusion n’a pas eu lieu en raison des caractéristiques anatomiques de l’animal ou d’une tension artérielle élevée.
  8. Excluez l’animal de l’expérience en l’absence de symptômes neurologiques.
    REMARQUE : Les rats atteints d’ECO présentent de 1 à 4 points sur l’échelle du déficit neurologique. Le plus souvent, il s’agit d’une perte de soutien des membres, ou d’absence de marche spontanée avec un niveau de conscience déprimé.
  9. Administrez l’antibiotique ciprofloxacine à une dose de 5 mg/kg par voie intramusculaire.

4. Évaluation des paramètres physiologiques

  1. Une heure après l’ECO, évaluer l’état neurologique de l’animal à l’aide d’une échelle de 0 à 5 points : 0 = aucun déficit neurologique, 1 = incapacité à redresser complètement le membre antérieur, 2 = rotation, 3 = perte du soutien du membre, 4 = absence de marche spontanée avec un niveau de conscience déprimé, et 5 = décès15.
    REMARQUE : Après 1 heure, l’animal peut ne présenter aucun symptôme en raison de la réabsorption rapide de la bulle d’air, ce qui indique que l’embolisation artérielle était insuffisante.
  2. Excluez l’animal de l’expérience en l’absence de symptômes neurologiques 1 h après l’EC (rats avec 0 point sur l’échelle de déficitneurologique 15).
  3. Administrez l’antibiotique ciprofloxacine à une dose de 5 mg/kg par voie intramusculaire à 24 h et 48 h après l’ECO.
  4. Randomisez les animaux du groupe sham et du groupe CAE pour évaluer les paramètres physiologiques.
  5. Peser les animaux immédiatement avant l’EC, et 3 heures, 24 heures, 4 jours et 7 jours après l’ECO sur une balance Sartorius avec une précision en gramme.
  6. Mesurez la température corporelle rectale des rats immédiatement avant l’ECO, et 3 heures, 24 heures, 4 jours et 7 jours après l’ECO à l’aide d’un thermomètre numérique avec une plage de fonctionnement de 32 °C à 42 °C.
  7. Mesurez la pression artérielle systolique et la fréquence cardiaque de manière non invasive immédiatement avant l’ECO, et 3 heures, 24 heures, 4 jours et 7 jours après l’ECO à l’aide d’un brassard de queue sur un système informatisé pour enregistrer la tension artérielle et les paramètres respiratoires.
    1. Allumez la bouillotte et chauffez-la à une température de 40 °C.
    2. Placez l’animal dans l’immobilisateur et placez-le sur la bouillotte. Laissez l’animal se calmer pendant 3 à 5 minutes.
    3. Ensuite, placez un bracelet avec un capteur pour mesurer les paramètres cardiovasculaires sur la queue de l’animal, à 2-3 cm de la base de la queue.
    4. Ajustez la position du transducteur directement sous l’artère ventrale de la queue.
    5. Assurez-vous que le signal est stable et que la fréquence cardiaque est affichée dans le programme. Commence à enregistrer le signal.
    6. Active l’accumulation de pression sur les brassards.
    7. Notez le pouls et la pression systolique jusqu’à ce que la pression du brassard soit complètement relâchée.
    8. Assurez-vous que la récupération du signal de fréquence cardiaque de l’animal est clairement affichée.
    9. Répétez les étapes 4.4.3-4.4.5. Deux fois de plus et libérez l’animal de l’immobilisateur.
    10. Calculez le pouls moyen et la pression systolique à partir de trois mesures.
  8. Mesurez la fréquence respiratoire et le volume respiratoire immédiatement avant l’ECO, ainsi que 3h, 24h, 4 jours et 7 jours après l’ECO à l’aide d’un système informatisé pour enregistrer la tension artérielle et les paramètres respiratoires.
    1. Fixez l’animal dans une main dans une position naturelle pour lui.
    2. Placez un masque avec un tube relié au nez de l’animal.
      REMARQUE : Il faudra du temps à l’animal pour s’habituer à respirer dans le masque.
    3. Assurez-vous que l’animal est calmé.
    4. Enregistrez le volume respiratoire et la fréquence respiratoire pendant 10 secondes.
    5. Assurez-vous que l’animal n’a pas soupiré ni avalé pendant l’enregistrement.
    6. Répétez les étapes 4.5.2-4.5.3 deux fois de plus.
    7. Calculez le volume respiratoire moyen et la fréquence respiratoire à partir de trois mesures.
    8. Calculez le volume de minute respiratoire à l’aide de la formule suivante :
      Volume respiratoire minime = Fréquence respiratoire × Volume respiratoire.

5. Évaluation des paramètres fonctionnels et comportementaux

  1. Évaluer l’état neurologique de l’animal à l’aide d’une échelle de 0 à 5 points : 0 = absence de déficit neurologique, 1 = incapacité à redresser complètement le membre antérieur, 2 = rotation, 3 = perte du soutien du membre, 4 = absence de marche spontanée avec un niveau de conscience déprimé, et 5 =décès 15.
  2. Évaluer la fonction motrice et la coordination sur un Rota-Rod immédiatement avant l’ECO, et 3 heures, 24 heures, 4 jours et 7 jours après l’ECO.
    1. Entraînez les animaux pour les tests sur le dispositif Rota Rod.
      1. Placez l’animal sur une tige fixe pendant 5 à 30 secondes.
      2. Les animaux capables de tenir une tige fixe pendant au moins 10 secondes les font tourner sur une tige tournant avec une accélération minimale pendant environ 30 secondes.
      3. Continuez à entraîner les animaux jusqu’à ce qu’ils soient capables de se tenir librement sur une canne tournant à une accélération appropriée.
    2. Placez les animaux sur une tige horizontale rotative de 7 cm de diamètre à une vitesse minimale de 1 tr/min.
    3. Démarrez une accélération de 1 tr/min tous les 10 s jusqu’à une vitesse maximale de 60 tr/min.
    4. Notez le temps que le rat a passé sur la tige rotative.
  3. Évaluer l’activité locomotrice du rat immédiatement avant l’ECO, et 3 heures, 24 heures, 4 jours et 7 jours après l’ECO à l’aide d’un système informatisé.
    1. Placez l’animal au centre d’un champ ouvert et notez pendant 5 minutes la distance parcourue ainsi que le temps d’activité du rat.
  4. Évaluez la force de préhension des membres antérieurs à 3 heures, 24 heures, 4 jours et 7 jours après l’ECO sur la jauge de force de préhension.
    1. Tenez l’animal par la queue et laissez-le saisir les barres avec ses membres antérieurs.
    2. Tirez l’animal parallèlement à la grille jusqu’à ce que le rat la relâche.
    3. Faites trois essais et sélectionnez le résultat le plus élevé.

6. Évaluation du niveau de la protéine B liant au calcium S100 (S100b)

  1. Mesurez les niveaux sériques de S100b chez les rats avant la modélisation CAE, 24 heures et 7 jours après l’ACE.
    1. Placez l’animal dans l’immobilisateur de laboratoire.
    2. Allumez la bouillotte et chauffez-la à une température de 40 °C.
    3. Placez l’animal dans l’immobilisateur de laboratoire sur la bouillotte. Attendez pendant 5 minutes pour que l’animal se calme.
    4. Posez l’animal sur le côté.
      REMARQUE : La veine caudale doit être visible sur la queue.
    5. Insérez un cathéter intraveineux dans la veine caudale.
    6. Prélève 1 mL de sang dans un tube de 1,5 mL.
    7. Laissez le sang reposer à température ambiante pendant 40 minutes.
    8. Centrifugez l’échantillon sanguin à 4 °C pendant 15 minutes à 1500 x g.
    9. Collectez le sérum avec une pipette automatique dans un tube séparé de 1,5 mL.
      REMARQUE : Le sérum doit être clair et transparent, sans aucun mélange rouge d’érythrocytes.
    10. Analysez le sérum par un test immunosorbent lié aux enzymes (ELISA) à l’aide d’un kit ELISA approprié.

7. Retrait du cathéter

  1. Effectuer la procédure de retrait du cathéter 24 heures après l’ECO, après les tests de l’étape 5.
    1. Placez les animaux dans la chambre d’inhalation avec un système d’anesthésie gazeuse connectée et un concentrateur d’oxygène pendant 1 à 2 minutes avec un apport d’isoflurane dans la chambre à un volume de 2,5 % à 3,5 % avec un apport en oxygène de 3 L/min.
    2. Transférez l’animal dans une bouillotte (37,5 °C) avec un masque en gaz en mode dosage isoflurane 2 %-3 % avec un débit d’oxygène de 1,0 à 2,0 L/min.
    3. Coupez le drapeau sans couper la suture de la plaie ni endommager le cathéter.
    4. Nettoyez l’extrémité extérieure du cathéter, traitez avec une solution désinfectante (0,5 % de chlorhexidine bigluconate dans 70 % d’éthanol).
    5. Retirez la suture de la chirurgie précédente du côté ventral du cou. Par l’incision, utilisez des pinces pour isoler doucement l’hélice du cathéter.
    6. Retirez l’extrémité longue du cathéter par l’incision ventrale.
    7. Placez une ligature avec un nœud, sans resserrement, sur l’artère carotide externe entre la bifurcation et le site d’insertion du cathéter.
    8. Découpez soigneusement les nœuds qui lient le cathéter, retirez-le avec une pince, resserrez le nœud sur le vaisseau, puis renouez-le.
    9. Taillez les extrémités de la ligature et suturez la plaie. Utilisez une suture continue.

8. Évaluation de la coloration au chlorure de triphényltérazolium

  1. Administrer une anesthésie terminale à 6 animaux du groupe placebo et 6 animaux du groupe CAE 24 heures après l’occlusion, ainsi qu’à 6 animaux du groupe placebo et 10 animaux du groupe CAE au 7e jour après l’EAC en utilisant une injection intramusculaire de tiletamine 15 mg/kg et zolazepam 15 mg/kg + chlorhydrate de xylazine 10 mg/kg.
  2. Vérifiez que le stade chirurgical de l’anesthésie a été atteint comme décrit à l’étape 1.3.
  3. Effectuer un prélèvement sanguin total de la veine cavale avec une seringue de 2 mL et une aiguille de 24 G.
  4. Ouvrez la voûte dorsale du crâne sans endommager le tissu cérébral.
  5. Examinez la dure-mère.
  6. Tranchez le cerveau avec une lame de microtome en tranches frontales de 2 mm d’épaisseur en partant du lobe frontal.
  7. Placez les sections sur une lame de microscope.
  8. Placez les tranches dans une solution de chlorure de triphényltétrazolium à 1 % (TTC) et placez-les dans un thermostat à 37 °C pendant 10 à 12 minutes.
  9. Examinez toutes les parties du cerveau. Observez le changement de couleur de la coloration de la coloration TTC.
    REMARQUE : Les tissus intacts se tacheront en rose vif, tandis que les tissus avec des lésions se tacheront en rose pâle.
  10. Photographiez les tranches des deux côtés.
  11. Fixez les tranches dans une solution de formol tamponnée neutre à 10 %.
  12. Estimez la surface de la lésion focale dans le logiciel d’analyse scientifique de l’image.

9. Évaluation de la coloration de l’hématoxyline et de l’éosine

  1. Déshydrate fixe des tranches cérébrales dans une batterie ascendante d’éthanol (70 %, 80 %, 100 %).
  2. Faites tremper les tranches déshydratées dans de la paraffine et faites des tranches de 7 mm d’épaisseur.
  3. Colorez les sections avec de l’hématoxyline et de l’éosine.
  4. Effectuer une analyse microscopique des coupes à l’aide d’un microscope à lumière transmise.

10. Analyse statistique

  1. Effectuer une analyse statistique dans le programme statistique.
  2. Appliquez les statistiques descriptives (calculez la moyenne ± l’erreur standard de la moyenne), et réalisez des graphiques pour visualiser les résultats.
  3. Après avoir vérifié la normalité de chaque groupe, effectuez plusieurs comparaisons en utilisant le critère de rang de Duncan.
  4. Déterminer les différences au niveau de 5 % de signification.

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Résultats

Survie et état général
Immédiatement après l’administration de la bulle d’air, tous les rats ont montré un état perturbé et un tremblement prononcé pendant plusieurs secondes, suivi d’une cessation de toute activité motrice et d’une perte de conscience pendant 1 à 2 minutes. Certains animaux ont perdu le soutien sur leurs pattes pendant 10 à 15 minutes après avoir repris conscience.

Le taux de survie des animaux 3 h après l’ECO était de 100...

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Discussion

La MCAO est une méthode courante de modélisation de l’AVC ischémique focal chez le rat, qui est réalisée par la formation de thrombus, un spasme local de l’artère cérébrale moyenne et une occlusion temporaire par le filament2. L’objectif de ces modèles est (1) d’obtenir une apoptose focale du tissu neuralcérébral 16 avec un volume et une aire de lésionstandardisés 17, (2) de surveiller le déficit neurologique des ani...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Cette étude a été soutenue par la Fondation russe des sciences, projet n° 25-15-00037.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Seringue à 3 composants avec une aiguille de 2 mL  ; LEIKO52322223G
Pompe d’infusion simple AladdinInstruments de précision mondiauxAL-1000
CiprofloxacinePharmavet3897744Solution à 5 % de ciprofloxacine
Système informatisé PowerLab 8/35  ;ADInstruments3508-1090
DezinApteka.ru0,5 % de chlorhexidine bigluconate dans 70 % d’éthanol
Thermomètre numériqueB.Well Swiss AGLOT 0413
Dynamomètre électronique Mesureur de force de préhensionBioMed Easy Technologies007231024415MC01
Kit ELISA pour la protéine B liant le calcium S100 (S100B)CLOUD-CLONE CORP. (CCC)SEA567Ra48T
Fil de pêcheDiamètre 0,9 mm
Système d’anesthésie gazeuseUGO BASILE & nbsp ;21100
Logiciel statistique GraphPadPrismev.10
Directeur à aiguilles rainuréesFisher ScientificN° de catalogue 11-0012,7 cm
HéparineEndopharm. Usine endocrinienne de Moscou30122
ImageJInstituts nationaux de santé et le Laboratoire d’instrumentation optique et computationnelle
Seringue à insulineProduits hospitaliers SFM1603030,5 mL, U-100, 30G
Cathéter intraveineuxKD MedicalG24
Isoflurane (Isoflurin)Vetpharma100 mL, 1000 mg/kg
Immobilisateur pour animaux de laboratoireScience ouverteAE1001-R1
Microscope optiqueZEISSAxio Scope.A1
Lames de microscopie optiqueThermo Scientific15442933
Microtubulure en polyéthylène de qualité médicaleScientific Commodities Inc.BB31695-PE/4Diamètre intérieur 0,76 mm
Lingettes médicales stériles à gazeNouvelle vie   ;45x29 CM
Micro tubeSARSEDT AG & Comté KGS0443781,5 mL
Micropipette Eppendorf Research PlusEppendorf200 & micro ; L
Lames de microscopeFisher Scientific11562203
Pinces microchirurgicales (courbées)Usine d’instruments médicaux de KazanF0106
Pinces microchirurgicales (droites)Sciences de la vie RWDF11029-11
Lames microtomesThermo Scientific3052835MX35 Premier+
Système de multiconditionnementSystèmes TSE131202-10
Formol tampon neutreHem1072024pH 6,8-7,2  ;
Suture chirurgicale non absorbable LavsanLintex2022-01
Ciseaux ophtalmiques pour iridectomieCM InstrumenteAJ-410-05
Concentrateur d’oxygèneArméYYT327009607F-3L
Tampon phosphateAMRESCO2120C462
Pointes de pipteServicebio200 & micro ; L
Ratsobtenu auprès de la pépinière pour animaux de laboratoire » Pushchino » (www.spf-animals.ru), Institut de chimie bioorganique Shemyakin-Ovchinnikov de l’Académie des sciences de Russie.
Centrifugeuse multifonctionnelle de laboratoire réfrigéréEppendorf5804 R
Rota-Rod Rotamex-5  ;COLUMBUS INSTRUMENTS210426
Ciseaux METZENBAUM  ;Medstandart - InstrumentMT-H-256
Matériel de suture chirurgicaleREPROMED114/0042011124Kaproag 4/0
Table chirurgicaleVetKormTorgVETBOT STL-1, TD00472
TelazolZoetis67291350 mg/mL de tilétamine et 50 mg/mL de zolazepam dans 5 mL
Chlorure de triphényltérazoliumDia-MTTC1809
XylazineNITA-FARM1512 % d’oxychlorure de xylazine dans 50 mL

Références

  1. Søyland, M. H., Tveiten, A., Eltoft, A., Øygarden, H., Varmdal, T., Indredavik, B., et al. Wake-up stroke and unknown-onset stroke: Occurrence and characteristics from the nationwide Norwegian Stroke Register. Eur Stroke J. 7 (2), 143-150 (2022).
  2. Li, Y., Zhang, J. Animal models of stroke. Animal Model Exp Med. 4 (3), 204-219 (2021).
  3. Brunner, C., Korostelev, M., Raja, S., Montaldo, G., Urban, A., Baron, J. C. Evidence from functional ultrasound imaging of enhanced contralesional microvascular response to somatosensory stimulation in acute middle cerebral artery occlusion/reperfusion in rats: A marker of ultra-early network reorganization. J Cereb Blood Flow Metab. 38 (10), 1690-1700 (2018).
  4. Buetefisch, C. M., Wei, L., Gu, X., Epstein, C. M., Yu, S. P. Neuroprotection of low-frequency repetitive transcranial magnetic stimulation after ischemic stroke in rats. Ann Neurol. 93 (2), 336-347 (2023).
  5. Jin, R., Zhu, X., Li, G. Embolic middle cerebral artery occlusion (MCAO) for ischemic stroke with homologous blood clots in rats. J Vis Exp. (91), e51956(2014).
  6. Shpetko, Y. Y., Filippenkov, I. B., Denisova, A. E., Stavchansky, V. V., Gubsky, L. V., Limborska, S. A., et al. Isoflurane anesthesia's impact on gene expression patterns of rat brains in an ischemic stroke model. Genes. 14 (7), 1448(2023).
  7. Toung, T. J. K., Mehr, N., Mirski, M., Koehler, R. C. Embolic occlusion of internal carotid artery in conscious rats: Immediate effects of cerebral ischemia. Physiol Rep. 11 (4), e15613(2023).
  8. Yan, J., Liu, Y., Zheng, F., Lv, D., Jin, D. Environmental enrichment enhanced neurogenesis and behavioral recovery after stroke in aged rats. Aging-US. 15 (18), 9453-9463 (2023).
  9. Jin, X., Morais, A., Imai, T., Lamb, J., Nagarkatti, K., Boisserand, L. Determinants of outcome after endovascular middle cerebral artery occlusion in rats in the SPAN trial. Stroke. 56 (9), 2734-2747 (2025).
  10. Feng, Y., et al. Activation of testosterone-androgen receptor mediates cerebrovascular protection by photobiomodulation treatment in photothrombosis-induced stroke rats. CNS Neurosci Ther. 30 (2), e14574(2024).
  11. Gubskiy, I. L., et al. MRI guiding of the middle cerebral artery occlusion in rats aimed to improve stroke modeling. Transl Stroke Res. 9 (4), 417-425 (2018).
  12. Gupta, S., Sharma, U., Jagannathan, N. R., Gupta, Y. K. Neuroprotective effect of lercanidipine in middle cerebral artery occlusion model of stroke in rats. Exp Neurol. 288, 25-37 (2017).
  13. Gupta, Y. K., Sinha, K., Chaudhary, G. Transient focal ischemia induces motor deficit but does not impair the cognitive function in middle cerebral artery occlusion model of stroke in rats. J Neurol Sci. 203-204, 267-271 (2002).
  14. Shukla, P. K., et al. Neuroprotective effect of Acorus calamus against middle cerebral artery occlusion-induced ischaemia in rat. Hum Exp Toxicol. 25 (4), 187-194 (2006).
  15. Schäbitz, W. R., et al. Synergistic effects of a combination of low-dose basic fibroblast growth factor and citicoline after temporary experimental focal ischemia. Stroke. 30 (2), 427-432 (1999).
  16. Tang, H., et al. Delayed recanalization after MCAO ameliorates ischemic stroke by inhibiting apoptosis via HGF/c-Met/STAT3/Bcl-2 pathway in rats. Exp Neurol. 330, 113359(2020).
  17. Lee, K. Y., Bae, O. N., Weinstock, S., Kassab, M., Majid, A. K. Neuroprotective effect of asiatic acid in rat model of focal embolic stroke. Biol Pharm Bull. 37 (8), 1397-1401 (2014).
  18. Li, L., Rong, W., Ke, W., Hu, Z., Yip, S. P., Tong, K. Y. Muscle activation changes during body weight support treadmill training after focal cortical ischemia: A rat hindlimb model. J Electromyogr Kinesiol. 21 (2), 318-326 (2011).
  19. Palikov, V. A., et al. Experimental model of cerebral arterial air embolism in conscious rats. Bull Exp Biol Med. 177 (5), 668-672 (2024).
  20. Kusuda, K., Ibayashi, S., Sadoshima, S., Ishitsuka, T., Fujishima, M. Brain ischemia following bilateral carotid occlusion during development of hypertension in young spontaneously hypertensive rats--importance of morphologic changes of the arteries of the circle of Willis. Angiology. 47 (5), 455-465 (1996).
  21. Webster, J., Osborne, S., Rickard, C. M., Marsh, N. Clinically-indicated replacement versus routine replacement of peripheral venous catheters. Cochrane Database Syst Rev. 1 (1), CD007798(2019).
  22. Okuyama, S., et al. The arterial circle of Willis of the mouse helps to decipher secrets of cerebral vascular accidents in the human. Med Hypotheses. 63 (6), 997-1009 (2004).
  23. Mamo, Y. A. Cerebrovascular effects of vasoactive drugs: in vitro, in vivo and clinical investigations. Medicine. , 73874537(2015).
  24. Stangeland, H., Orgeta, V., Bell, V. Poststroke psychosis: A systematic review. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 89 (8), 879-885 (2018).
  25. Mercier, E., et al. Predictive value of S-100β protein for prognosis in patients with moderate and severe traumatic brain injury: Systematic review and meta-analysis. Br Med J (Clin Res Ed). 346, f1757(2013).
  26. Baig, M. U., Bodle, J. Thrombolytic Therapy. , StatPearls Publishing. Treasure Island (FL). (2025).
  27. Murphy, R. P., Donnellan, J. A High-pressure solution for a high-pressure situation: Management of cerebral air embolism with hyperbaric oxygen therapy. Cureus. 11 (9), e5559(2019).
  28. Heinrichs, S. C., Koob, G. F. Application of experimental stressors in laboratory rodents. Curr Proto. Neurosci. Chapter 8 (Unit 8.4), (2006).
  29. Emms, H., Lewis, G. P. Sex and hormonal influences on platelet sensitivity and coagulation in the rat. Br J Pharmacol. 86 (3), 557-563 (1985).

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