Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Protocoles chirurgicaux pour l’anastomose lymphoveineuse cervicale profonde dans un modèle de rat : anastomoses des ganglions lymphatiques et des vaisseaux lymphatiques

1.4K vues

⸱

DOI :

10.3791/69201

⸱

14 novembre 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, The Second Affiliated Hospital of Harbin Medical University, 2Institute of Medical Technology, Peking University Health Science Center, 3Department of MR Diagnosis, The Second Affiliated Hospital of Harbin Medical University, 4Department of Neurology, The Second Affiliated Hospital of Harbin Medical University, 5Department of Clinical Nutrition, Harbin 242 Hospital

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ici, nous présentons un protocole pour définir clairement les étapes d’anastomosation soit du ganglion cervical profond, soit de son vaisseau lymphatique afférent avec la veine faciale postérieure chez le rat, afin de minimiser l’influence d’autres variables et de standardiser la conduite de la recherche chirurgicale.

Résumé

L’anastomose lymphoveineuse cervicale profonde (dcLVA) est devenue une stratégie de traitement prometteuse pour la maladie d’Alzheimer (MA), offrant des améliorations significatives par rapport aux options de traitement actuellement limitées. Cependant, le mécanisme sous-jacent du dcLVA reste incertain. Bien que des essais cliniques soient en cours, les modèles animaux simulant le dcLVA constituent un outil précieux pour explorer son mécanisme. Cette étude vise à développer un protocole standardisé pour la création de modèles dcLVA chez l’animal afin de faciliter la recherche fondamentale et de relever les défis cliniques. Nous décrivons les procédures chirurgicales et les étapes clés de l’anastomosation du ganglion lymphatique cervical profond (dcLN) et de son vaisseau lymphatique afférent (ALV) avec la veine faciale postérieure (PFV), en détaillant ces deux méthodes chirurgicales distinctes : l’anastomose ganglionnaire-veine cervicale profonde (dcLnVA) et l’anastomose veineuse lymphatique cervicale profonde (dcLaVA). Au-delà de favoriser le drainage lymphatique, la comparaison de ces deux méthodes chirurgicales nous aide également à comprendre et à explorer le rôle du ganglion lymphatique cervical profond et du système lymphatique cervical profond dans la pathogenèse de la MA. Dans l’ensemble, la présentation complète et claire de l’intervention chirurgicale et des principaux repères anatomiques chez le rat permet d’uniformiser le protocole chirurgical. ce qui peut minimiser les facteurs de confusion et réduire la variabilité inter-expérimentale, établissant ainsi une base méthodologique solide pour une compréhension plus approfondie des mécanismes impliqués.

Introduction

La maladie d’Alzheimer (MA) est une maladie neurodégénérative progressivement progressive qui entraîne souvent un déclin cognitif. Les caractéristiques pathologiques distinctives de la MA sont les plaques bêta-amyloïdes (Aβ) et les enchevêtrements neurofibrillaires, qui sont formés par des protéines tau anormalement phosphorylées. Des recherches récentes sur le système lymphatique cérébral ont ouvert de nouvelles voies thérapeutiques pour traiter la MA. Ce système facilite le drainage de l’Aβ du liquide interstitiel (ISF) vers le liquide céphalo-rachidien (LCR) puis vers les ganglions lymphatiques cervicaux profonds via les vaisseaux lymphatiques méningés (mLV)1. En 2024, l’équipe du professeur Xie a rapporté le premier cas d’amélioration cognitive chez un patient atteint de MA suite à une anastomose lymphoveineuse cervicale profonde (dcLVA) et a par la suite lancé un essai clinique (NCT06530732)2.

Bien que le dcLVA, en tant qu’approche thérapeutique novatrice pour la MA, offre des perspectives prometteuses pour les patients, les mécanismes précis qui sous-tendent ses effets thérapeutiques nécessitent une clarification plus poussée3. Les modèles animaux constituent une plate-forme indispensable pour étudier ces mécanismes. Une compréhension complète des mécanismes thérapeutiques de la dcLVA permettra non seulement d’améliorer notre compréhension de la pathogenèse de la MA, mais aussi d’optimiser les techniques chirurgicales, de clarifier les indications de traitement et, en fin de compte, d’offrir de plus grands avantages cliniques aux patients.

L’équipe du professeur Xie a récemment présenté un modèle dcLVA, démontrant la faisabilité de connecter les affluents de la veine jugulaire externe avec le ganglion lymphatique cervical profond4. Cependant, la description du modèle n’est toujours pas suffisante. Tout d’abord, la description du ganglion lymphatique cervical profond (dcLN) et de son anatomie environnante est inadéquate. Deuxièmement, il n’existe pas d’évaluation objective et quantitative de la perméabilité postopératoire. Plus important encore, il y a un manque de descriptions détaillées des étapes de l’anastomose du dcLN et des veines, ainsi que d’images et de vidéos claires et intuitives qui sont pratiques pour l’enseignement.

Étant donné que cette technique implique des manipulations chirurgicales complexes et compte tenu des différences anatomiques entre les rats et les humains, les variations dans les procédures chirurgicales et les détails techniques dans les modèles de rats peuvent entraîner des divergences importantes dans les résultats expérimentaux. Par conséquent, il est à la fois critique et urgent d’illustrer clairement les repères anatomiques pertinents chez le rat et de fournir des descriptions techniques détaillées de la procédure d’anastomose. De tels efforts sont essentiels pour améliorer la reproductibilité et la normalisation du protocole chirurgical, ce qui permet aux chercheurs de l’appliquer plus largement et de faire progresser les recherches scientifiques connexes. De plus, compte tenu de la diversité des techniques chirurgicales cliniques, telles que l’anastomose ganglionnaire à veine et l’anastomose lymphaticoveneuse, et du potentiel de résultats variables selon l’approche chirurgicale, des études comparatives sont justifiées pour évaluer leur efficacité relative. En réponse à ces défis, nous présentons deux méthodes dcLVA hautement reproductibles : l’anastomose ganglionnaire-veine cervicale profonde (dcLnVA) et l’anastomose veineuse lymphatique cervicale profonde (dcLaVA). Ces méthodes visent à normaliser le processus de création de modèles et à faciliter la recherche fondamentale ultérieure.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Cette étude a été menée avec l’approbation du Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’Université de médecine de Harbin (Approbation No. SYDW2025-037). Les sujets étaient des rats Sprague-Dawley (SD) mâles, pesant de 400 à 500 g et âgés de 12 à 14 semaines, fournis par le centre animalier de l’université. Le centre dispose d’une installation exempte d’agents pathogènes spécifiques (SPF) et respecte les normes nationales d’élevage.

REMARQUE : Cette étude examine principalement deux méthodes d’anastomose entre la lymphe cervicale profonde et les veines. Etablir une connexion chirurgicale entre le dcLN et la veine faciale postérieure (PFV) ; cette technique est appelée dcLnVA. Création d’une connexion anatomique entre le vaisseau lymphatique cervical profond (dcLaV) et le PFV ; cette technique est appelée dcLaVA. Nous décrivons en détail les deux procédures microchirurgicales, y compris leurs méthodologies opératoires et l’évaluation post-anastomose.

1. Préparation préopératoire

  1. Anesthésier le rat par injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique (50 mg/kg). Surveillez de près les réactions du rat. Ne procédez que lorsque le réflexe de pédale est complètement absent.
  2. À l’aide d’une aiguille à bout émoussé, administrer lentement la solution de bleu d’Evans (EB) (environ 60-100 μL/kg, 5 %)5 dans la muqueuse nasale d’une cavité nasale unilatérale. Placez le rat en position couchée semi-latérale, l’abdomen vers le haut et la narine injectée d’EB vers le bas. Fixez la tête pour empêcher l’EB de pénétrer dans la narine controlatérale ou les voies respiratoires.
  3. Rasez les poils du cou du rat pour assurer un champ opératoire dégagé. Appliquez de la vaseline sur les deux yeux pour prévenir la sécheresse ou les lésions cornéennes pendant la chirurgie.

2. Incision chirurgicale

  1. Désinfectez la ligne médiane du cou du rat trois fois avec de la teinture d’iode pour assurer un champ opératoire stérile.
  2. Faites une incision médiane d’environ 3 cm de longueur à l’aide de ciseaux chirurgicaux.
    REMARQUE : Veillez à ne pas endommager la glande sous-maxillaire (SMG) et les vaisseaux sanguins pendant la dissection.
  3. Rétractez l’incision chirurgicale pour exposer le muscle sternothyroïdien (STM), le muscle sterno-cléido-mastoïdien (SCM) et le muscle omohyoïdien (OHM).

3. Préparation du PFV

  1. Identifiez le PFV, un affluent de la veine jugulaire externe (EJV), le long de la marge latérale du SCM.
  2. À la bifurcation entre le PFV et l’EJV, occlure le PFV à l’aide d’un clip microvasculaire.
  3. Continuez à disséquer brusquement le PFV pour obtenir une longueur suffisante et fixez-le à l’extrémité distale. Assurez-vous que le segment PFV reste aussi lâche que possible pour permettre une traction ultérieure lors de l’anastomose avec le dcLN.
  4. Créez une incision longitudinale parallèle à l’axe du vaisseau à l’aide de ciseaux microvasculaires.
    REMARQUE : Assurez-vous que l’incision PFV est longitudinale, car l’incision transversale peut être élargie et rompue par traction.
  5. Irriguez abondamment le segment vasculaire isolé avec une solution saline héparinée (0,1 % d’héparine de sodium dans 0,9 % de NaCl) jusqu’à ce que les érythrocytes intravasculaires soient complètement éliminés.

4. Anastomose ganglionnaire-veine

  1. Explorer et exposer complètement le dcLN et son vaisseau lymphatique afférent (ALV) au milieu du STM et du SCM4.
  2. Disséquez le dcLN progressivement à l’aide d’une technique contondante. Incisez soigneusement le fascia entre le dcLN et les tissus environnants, en évitant d’endommager à la fois le dcLN et son ALV.
    REMARQUE : Assurez-vous que le PFV et le dcLN sont proches l’un de l’autre pour minimiser la tension après l’anastomose.
  3. Faites une incision à l’extrémité distale du dcLN. Assurez-vous que la largeur de l’incision est plus petite ou similaire au diamètre du PFV, afin que le flux sanguin du PFV ne soit pas affecté de manière significative.
  4. À l’aide d’une suture en nylon 12-0, anastomoser l’extrémité proximale de l’incision PFV à l’extrémité proximale de l’incision dcLN.
  5. Continuez à étendre la longueur de l’incision du PFV jusqu’à l’extrémité distale afin qu’elle soit légèrement plus grande que la longueur de l’incision dcLN.
  6. Passez l’aiguille séquentiellement à travers le bord extérieur de la section dcLN et le bord intérieur de l’incision PFV, tirant ainsi la section dcLN dans la lumière du PFV.
  7. Effectuez une suture continue du bord inférieur au bord supérieur de la transection dcLN. Administrez de l’héparine sodique une fois de plus juste avant de terminer la suture finale pour éviter la formation de thrombus dans la lumière du PFV. Maintenez une tension appropriée sur la suture pendant la fermeture continue pour assurer une fermeture sûre et éviter les fuites ultérieures.
  8. Placez les sutures interrompues partout où l’anastomose continue est lâche.

5. Anastomose des vaisseaux lymphatiques et des veines

  1. Transectez l’ALV et préservez les tissus environnants pour servir de point d’ancrage de suture.
  2. À l’aide d’une aiguille de suture 12-0, insérez-la à environ 2 mm à proximité de l’incision du VFP et avancez-la pour qu’elle sorte par l’ouverture de l’incision du VFP.
  3. Entrez dans le tissu près du moignon de l’ALV avec l’aiguille de suture pour attraper l’ALV.
  4. Passez l’aiguille dans l’incision du PFV et ressortez-la par son bord proximal, puis attachez la suture à la fixation du moignon ALV dans la lumière du PFV.
    REMARQUE : Insérez complètement le moignon ALV dans la lumière du PFV , en l’orientant vers la direction proximale pour maintenir le drainage physiologique.
  5. Suturez le tissu environnant près du moignon de l’ALV jusqu’au bord interne de l’incision du PFV pour assurer une fixation externe. Donnez de l’héparine sodique avant le dernier point de suture pour garder la lumière du PFV exempte de caillot.

6. Suture et soins postopératoires

  1. Effectuer des sutures continues pour le fascia sous-cutané et des sutures interrompues pour l’épiderme.
  2. Désinfectez la zone chirurgicale avec de la teinture d’iode. Appliquez ensuite la pommade à l’érythromycine uniformément autour de l’incision pour prévenir l’infection.
  3. Après l’opération, administrer de la pénicilline sodique (800 000 unités/kg) par injection intrapéritonéale une fois par jour pendant cinq jours consécutifs pour réduire le risque d’infection.

7. Validation de l’anastomose

  1. Identifier et disséquer la veine faciale antérieure (VCA), un affluent de la VJE, latérale au VCF.
  2. Vérifiez le succès de l’anastomose en observant une coloration significativement plus intense dans le PFV par rapport au VCB adjacent.
  3. Quantifiez objectivement les changements de couleur à l’aide de l’espace colorimétrique standardisé CIE LAB. Définissez et extrayez les régions d’intérêt (ROI) aux Fidji pour obtenir les valeurs moyennes CIE L*a*b*, puis calculez l’angle de teinte (h°) en degrés à l’aide de la formule :
    h° = ATAN2(b, a) × (180/π)6,7.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Les interventions chirurgicales et les résultats postopératoires de dcLnVA et dcLaVA sont illustrés par un cas représentatif chacun. Dans le cas de la dcLnVA, le PFV (2 mm de diamètre) a été identifié et dissocié du bord latéral du SCM (Figure 1A, Figure S1A). Dans l’espace entre le SCM et le STM, à environ 4 mm médial du PFV, un long dcLN ovale (5 mm × 4 mm × 2 mm) a été trouvé et finement séparé (figures 1...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

En 2012, ILif et al. ont décrit pour la première fois le système glymphatique8. En 2015, Louveau et al. ont identifié des agrégats de lymphocytes T dans la lumière des vaisseaux lymphatiques et ont appelé ces structures lymphatiques méningées. Ils ont en outre démontré que les lymphatiques méningés sont connectés à la fois au système glymphatique et au dcLN. En résumé, sous l’effet de la régulation du système lymphatique cérébral, y compris le système glymphatique...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (82173384 et 81773161), le programme clé de recherche et de développement de la province du Heilongjiang (2023ZX06C11) et le projet du Fonds de recherche scientifique médicale Genertec (TYYLKYJJ-2024-043).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Solution saline stérile à 0,9 %   ;   ;Shandong Qidu Pharmaceutical Co., Ltd.  ;   ;R9824041307  ;   ;
Pommade à l’érythromycineSanqi Pharmaceutical Co., Ltd.H34020307
Colorant bleu Evans 5 % (50 mL)LEAGENEDK0053
Solution d’héparine sodique 0,1 %BIOSCOBAC006
Micro pincesANLIXINAT-15
Pince microvasculaireTigergeneTG-AC-18-Z
Pénicilline sodiqueHebei Yuanzheng Hemu Pharmaceutical Co., LtdJFT230602
Vaseline blancheTiancheng & nbsp ;   ;20250202

Références

  1. Formolo, D. A., et al. Leveraging the glymphatic and meningeal lymphatic systems as therapeutic strategies in Alzheimer's disease: an updated overview of nonpharmacological therapies. Mol Neurodegener. 18 (1), 26(2023).
  2. Li, X., et al. Promising outcomes 5 weeks after a surgical cervical shunting procedure to unclog cerebral lymphatic systems in a patient with Alzheimer's disease. Gen Psychiatr. 37 (3), e101641(2024).
  3. Chen, J. Y., et al. Deep cervical lymphovenous anastomosis (LVA) for Alzheimer's disease: microsurgical procedure in a prospective cohort study. Int J Surg. 111 (7), 4211-4221 (2025).
  4. Fang, R., et al. A novel microsurgical model of cervical lymph node-to-vein anastomosis (LNVA) for studying brain lymphatic outflow. J Craniofac Surg. 36 (6), 2160-2163 (2025).
  5. Maloveska, M., et al. Dynamics of Evans blue clearance from cerebrospinal fluid into meningeal lymphatic vessels and deep cervical lymph nodes. Neurol Res. 40 (5), 372-380 (2018).
  6. Mazur, F., Han, Z., Tjandra, A. D., Chandrawati, R. Digitalization of colorimetric sensor technologies for food safety. Adv Mater. 36 (42), e2404274(2024).
  7. Karamucki, T., Rybarczyk, A., Jakubowska, M., Sulerzycka, A. A comparison of two methods of determining colour change in the assessment of the quality of pork. Acta Sci Pol Technol Aliment. 16 (3), 321-329 (2017).
  8. Iliff, J. J., et al. A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid β. Sci Transl Med. 4 (147), 147ra111(2012).
  9. Louveau, A., et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels. Nature. 523 (7560), 337-341 (2015).
  10. Da Mesquita, S., et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer's disease. Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).
  11. Wang, M., et al. Non-invasive modulation of meningeal lymphatics ameliorates ageing and Alzheimer's disease-associated pathology and cognition in mice. Nat Commun. 15 (1), 1453(2024).
  12. Proulx, S. T. Cerebrospinal fluid outflow: a review of the historical and contemporary evidence for arachnoid villi, perineural routes, and dural lymphatics. Cell Mol Life Sci. 78 (6), 2429-2457 (2021).
  13. Yoon, J. H., et al. Nasopharyngeal lymphatic plexus is a hub for cerebrospinal fluid drainage. Nature. 625 (7996), 768-777 (2024).
  14. Zhou, Y., et al. Impaired peri-olfactory cerebrospinal fluid clearance is associated with ageing, cognitive decline and dyssomnia. EBioMedicine. 86, 104381(2022).
  15. Papadopoulos, Z., et al. Differential impact of lymphatic outflow pathways on cerebrospinal fluid homeostasis. J Exp Med. 222 (2), e20241752(2025).
  16. Mehta, N. H., et al. The brain-nose interface: a potential cerebrospinal fluid clearance site in humans. Front Physiol. 12, 769948(2021).
  17. Norwood, J. N., et al. Anatomical basis and physiological role of cerebrospinal fluid transport through the murine cribriform plate. Elife. 8, e44278(2019).
  18. Fan, F., Zhao, N., Guo, M. Lymphatic-venous anastomosis: cracking the code of Alzheimer's disease treatment. Neural Regen Res. , (2025).
  19. Hong, J. P., Chen, W. F., Nguyen, D. H., Xie, Q. A proposed role for lymphatic supermicrosurgery in the management of Alzheimer's disease: a primer for reconstructive microsurgeons. Arch Plast Surg. 52 (2), 96-103 (2025).
  20. Nguyen, L., et al. Role of sigma-1 receptors in neurodegenerative diseases. J Pharmacol Sci. 127 (1), 17-29 (2015).
  21. Pierre, K., et al. Chronic traumatic encephalopathy: diagnostic updates and advances. AIMS Neurosci. 9 (4), 519-535 (2022).
  22. Chen, J. Y., et al. Deep cervical lymphovenous anastomosis (LVA) for Alzheimer's disease: microsurgical procedure in a prospective cohort study. Int J Surg. 111 (7), 4211-4221 (2025).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Mots-clés

Anastomose ganglionnaire lymphatiqueanastomose de vaisseau lymphatiquechirurgie sur mod le ratmod le de la maladie d Alzheimerdrainage lymphatiquerep res chirurgicauxsuture microvasculairevaisseau lymphatique aff rentveine faciale post rieure
Protocoles chirurgicaux pour l’anastomose lymphoveineuse cervicale profonde dans un modèle de rat : anastomoses des ganglions lymphatiques et des vaisseaux lymphatiques
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d'utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.