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Article de méthode

Un modèle avancé de co-culture de la barrière hémato-céphalo-rachidien humaine pour une analyse séparée de l’épithélium et de l’endothélium du plexus choroïdien

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DOI :

10.3791/69275

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28 novembre 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Pediatric Infectious Diseases, Department of Pediatrics, Medical Faculty Mannheim, Heidelberg University, 2European Center for Angioscience, Medical Faculty Mannheim, Heidelberg University, 3Department of Medical Statistics, Biomathematics and Information Processing, Medical Faculty Mannheim, Heidelberg University, 4Laboratory of Clinical Regenerative Medicine, Department of Neurosurgery, Faculty of Medicine, University of Tsukuba

Dans cet article

Résumé

Une co-culture de cellules épithéliales humaines et endothéliales du plexus choroïdien a été établie afin de générer un modèle in vitro avancé de la barrière hémato-céréphalo-rachidienne. Nous décrivons l’isolement séparé de l’épithélium et de l’endothélium pour la préparation ultérieure de l’ARN et l’analyse transcriptionnelle sous certaines conditions.

Résumé

Le plexus choroïde (PC) très perfusé, situé dans le système ventriculaire du cerveau, se compose de plusieurs composantes structurelles, dont un épithélium cuboïde et un endothélium fenestré, et constitue l’emplacement de la barrière sang-céphalo-rachidien (BCSFB). Pour étudier la PC in vitro, plusieurs configurations de culture cellulaire différentes sont envisageables. Un modèle de filtre en culture cellulaire inversée avec une forte fonction de barrière, basé sur des cellules papillomes épithéliales CP humaines (HIBCPP), a été établi par notre laboratoire et est largement utilisé. Récemment, nous avons pu générer une lignée cellulaire endothéliale CP humaine stable et immortalisée (iHCPEnC). En combinant les deux lignées cellulaires, nous avons assemblé un modèle fonctionnel avancé de type deux cellules qui a développé une fonction barrière accrue par rapport aux seules cellules HIBCPP. Puisque ce modèle représente à la fois l’épithélium et l’endothélium de la CP, il permet d’étudier l’interaction entre les deux types cellulaires dans certaines conditions, telles qu’une infection, une inflammation ou d’autres. Dans ce protocole, nous décrivons des méthodes pour mettre en place ce modèle de type à deux cellules avec la séparation ultérieure des cellules épithéliales et endothéliales pour des analyses transcriptionnelles. Nous décrivons des amorces PCR spécifiques à l’épithélium et à l’endothélium, qui servent à détecter une possible contamination croisée entre les deux types cellulaires. Pour étudier un impact possible de l’endothélium CP sur l’épithélium dans ce modèle dans des conditions inflammatoires, les niveaux d’expression de certains gènes dans le cadre du traitement par lipopolysaccharides (LPS) ont été analysés dans la fraction cellulaire HIBCPP. Le modèle avancé in vitro de la PC et la possibilité d’analyser séparément les réponses épithéliales et endothéliales suscitent un intérêt significatif pour la recherche sur les processus cellulaires impliquant les fonctions biologiques et pathologiques de la PC.

Introduction

Le plexus choroïde (PC) est un conglomérat hautement vascularisé de différentes populations cellulaires situées dans les quatre ventricules du cerveau. Parmi d’autres fonctions, il sert de barrière physiologique, la barrière dite du liquide hémato-céphalo-rachidien (BCSFB), entre le système nerveux central (SNC) et le sang, empêchant le cerveau, par exemple, de circuler dans le sang des substances infectieuses. La CP se compose de différents types cellulaires, y compris les cellules épithéliales polarisées, contenant des jonctions serrées et d’adhésion ainsi que des desmosomes, reposant sur une membrane basale. La surface des cellules épithéliales est agrandie par la présence de microvillosités sur la surface luminale. Les capillaires endothéliaux fenestrats, entourés de tissu conjonctif tels que des fibroblastes et des cellules immunitaires, se trouvent sous la membranebasale 1,2,3. Il a été récemment rapporté que les cellules endothéliales CP sont capables d’améliorer l’intégrité des BCSFB ainsi que les cellules épithéliales et pourraient ainsi jouer un rôle dans la protection du cerveau lors des processusinflammatoires 4,5.

À ce jour, la culture inversée de cellules papillome CP épithéliaux humains (HIBCPP) est le modèle in vitro le plus fréquemment utilisé pour imiter un BCSFB humain avec des valeurs élevées de résistance électrique transépithéliale (TEER) et une forte fonction de barrière. Pour mieux comprendre les fonctions cellulaires et éviter les expériences sur les animaux en même temps, il est important d’obtenir autant d’informations que possible des expériences in vitro. La première lignée cellulaire endothéliale humaine imprégnée et immortalisée (iHCPEnC) a été récemment établie dans notre laboratoire 6,7. Avec l’aide des cellules HIBCPP et de l’iHCPEnC, nous sommes capables d’assembler un modèle de co-culture in vitro imitant le BCSFB de manière plusavancée 8. En utilisant ce modèle de type à deux cellules, nous avons pu démontrer que la co-culture des cellules HIBCPP et de l’iHCPEnC conduit à une augmentation des valeurs TEER par rapport aux seules cellules HIBCPP. Il est important de noter que l’iHCPEnC seul ne développe pas un TEER 7,8. Une préparation séparée et des analyses ultérieures des deux types cellulaires utilisés dans ce modèle nous permettraient d’étudier leur interaction dans des conditions saines et malades.

Nous décrivons ici deux approches différentes pour atteindre cet objectif. La base repose sur le fait que, dans les deux cas, l’approche repose sur le modèle de culture cellulaire inversée des cellules HIBCPP (Figure 1). La méthode 1, la méthode de « co-culture directe », comprend les deux cellules sur un seul filtre intégré. Les cellules HIBCPP sont cultivées de manière inversée avant l’ensemencement de l’iHCPEnC de manière standard 7,8. Méthode 2, la culture « membrane-in-insert », nous avons ici ajouté une membrane séparée avec les mêmes propriétés que celle utilisée dans les inserts filtrants. Cette membrane supplémentaire est placée dans un insert filtre où les cellules de HIBCPP se développent déjà en culture inversée. Les iHCPEnC sont ensemencées sur la membrane supplémentaire selon la culture standard.

La séparation ultérieure des cellules pour l’analyse de l’ARN permet d’obtenir des informations sur la réaction transcriptionnelle de l’épithélium et de l’endothélium de la CP sous certaines conditions. Nous décrivons des amorces PCR spécifiques aux cellules HIBCPP et à l’iHCPEnC qui permettent de confirmer la séparation réussie et propre des deux types cellulaires. Après un traitement par lipopolysaccharide (LPS), nous utilisons les modèles décrits pour étudier les réponses distinctes de l’épithélium de la PC en présence de l’endothélium dans des conditions inflammatoires.

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Protocole

1. Cellules HIBCPP

REMARQUE : Dans ce qui suit, nous décrivons la culture et le maintien des cellules HIBCPP, ainsi que la préparation des inserts de filtres en culture cellulaire inversée avec des cellules HIBCPP. Ce protocole est conçu pour la croissance des cellules HIBCPP sur des inserts de filtres de culture cellulaire à 12 puits. Un protocole détaillé accompagné d’une vidéo pour la culture des cellules HIBCPP sur des inserts de filtres de culture cellulaire à 24 puits a été publié précédemment9.

  1. Prise en culture des cellules HIBCPP
    1. Décongeler un flacon de cellules HIBCPP à température ambiante (RT).
    2. Reposez la teneur du flacon avec 10 mL de milieu DMEM/HAMS-F12 contenant 10 % de sérum fœtal pour veaux (FCS) et 5 μg d’insuline/mL de milieu préchauffé (10 % de milieu HIBCPP).
    3. Placez les cellules HIBCPP en suspension dans un flacon de culture cellulaire T75 et incubez pendant 24 heures à 37 °C avec 5 % de CO2.
    4. Changez le milieu de la fiole pour retirer le DMSO 24 heures après avoir semé les cellules.
    5. Cultivez les cellules jusqu’à une confluence à 90 %, cette étape prend environ 2 semaines. Change le médium deux fois par semaine.
  2. Culture continue des cellules HIBCPP
    REMARQUE : Pour la culture continue, séparez les cellules HIBCPP 1:3 en nouveaux flasques de culture cellulaire T75.
    1. Retirez le milieu de culture de la fiole T75.
    2. Lavez les cellules une fois avec 10 mL de PBS.
    3. Retirez le PBS.
    4. Détacher les cellules HIBCPP à l’aide de 3 mL de Trypsine-EDTA à 0,25 %. Cette étape dure environ 10 à 20 minutes à 37 °C. Faites entre-temps tourner la fiole pour assurer la couverture complète de la couche cellulaire avec de la trypsine et EDTA.
    5. Ajoutez 7 mL de milieu HIBCPP et centrifugez à 50 x g pendant 10 minutes en RT.
    6. Resuspendez le comprimé cellulaire dans 30 mL de milieu à 10 % de HIBCPP et répartissez dans 3 nouveaux flasques de T75.
    7. Cultiver les cellules jusqu’à une confluence de 90 % ; Les cellules atteindront la confluence en environ une semaine.
    8. Change le médium deux fois par semaine.
      REMARQUE : Les cellules HIBCPP ne sont pas inhibées par la croissance ; par conséquent, la fiole deviendra confluente, et les cellules continueront de croître et de former des couches multiples.
  3. Ensemencement des cellules HIBCPP en culture inversée
    1. Retirez le milieu de culture de la fiole T75.
    2. Lavez les cellules une fois avec 10 mL de PBS.
    3. Retirez le PBS.
    4. Détacher les cellules HIBCPP à l’aide de 3 mL de Trypsine-EDTA à 0,25 %. Cette étape dure environ 10 à 20 minutes à 37 °C. Faites entre-temps tourner la fiole pour assurer la couverture complète de la couche cellulaire avec de la trypsine et EDTA.
    5. En attendant, préparez les inserts du filtre. Insérez les filtres à 12 puits en orientation inversée dans une plaque de culture cellulaire à 6 puits à l’aide de pinces et remplissez-les d’un milieu à 10 % de HIBCPP préchauffé. Préhumidifier la membrane avec une goutte de substrat sur chaque insert filtrant.
    6. Resuspendre les cellules trypsinisées avec 17 mL de milieu à 10 % de HIBCPP.
    7. Centrifugez à 50 x g pendant 10 minutes en RT et ajustez les cellules HIBCPP à une concentration de 1 × 106 cellules/mL.
      REMARQUE : Les cellules HIBCPP ont tendance à former de petits agglomérats. Il n’est pas nécessaire de les dissoudre complètement avant de les ensemencer sur les inserts filtrants. Assurez-vous que 90 % des cellules sont uniques.
    8. Semez les cellules HIBCPP de manière inversée sur des inserts filtrants à 12 puits avec une densité de 4 × 10 cellulesde 5 par insert.
    9. Attendez que la suspension cellulaire soit reprise par la membrane. Fermez le couvercle de la plaque de culture cellulaire à 6 puits.
    10. Mettez les plaques avec les inserts inversés dans l’incubateur.
    11. 24 h après le semis, tournez les inserts à l’aide de pinces dans leur orientation correcte en une nouvelle plaque de culture cellulaire à 12 puits. Mettez 2 mL de médium à 10 % de HIBCPP dans le compartiment inférieur et 1 mL dans le compartiment supérieur.
    12. Laissez les cellules pendant 5 à 6 jours sans changement de milieu, puis commencez la détermination du TEER et la mise en place de la coculture.

2. Détermination du TEER

REMARQUE : La détermination des valeurs TEER est effectuée à l’aide d’un MilliCell ERS2 et d’une électrode de baguettes. Une mesure vierge à partir d’un filtre de culture cellulaire inséré dans un milieu sans cellules (Ohm blank) est requise pour le calcul.

  1. Conservez l’électrode de baguette au sec. Avant de commencer la mesure, placez l’électrode dans l’éthanol à 80 % pendant 10 minutes pour désinfection.
  2. Ensuite, rince l’électrode avec du PBS.
  3. Début de la mesure : Placez l’extrémité longue de l’électrode dans le puits et l’extrémité courte de l’électrode dans l’insert filtre contenant les cellules ensemencées.
  4. Notez la valeur en Ohm de l’insert du filtre de culture cellulaire à 12 puits (échantillon en Ohm).
  5. Calculez le TEER comme suit : Ohm·cm2 = (Ohm échantillon -Ohm blanc) × 1,1 cm2.
  6. Après avoir terminé la mesure, rince l’électrode avec de l’éthanol à 80 % puis conserve à sec.
    REMARQUE : Entre les mesures de différentes conditions expérimentales ou de différentes lignées cellulaires, l’électrode de baguette doit être désinfectée et rincée avec du PBS pour éviter la contamination croisée.

3. iHCPEnC

  1. Intégrer iHCPEnC à la culture
    1. Décongelez un flacon d’iHCPEnC à RT.
    2. Resuspendez le contenu du flacon avec 5 mL pré-chauffés de Milieu Endothélial Classique Complet (iHCPEnC Medium).
    3. Centrifugeuse à 500 g pendant 5 minutes en temps de traitement ré.
    4. En attendant, enrobez un flacon de culture cellulaire T25 avec 2 mL de facteur d’attachement pendant environ 1 minute. Aspirez le facteur d’attachement et laissez la fiole jusqu’à ce que vous ayez semé l’iHCPEnC.
    5. Resuspendez la pellete cellulaire avec 5 mL de milieu iHCPEnC et placez-la dans le flasque de culture cellulaire T25 préparé.
    6. Incubez à 37 °C avec 5 % de CO2 pendant 1 semaine sans changement de milieu.
  2. Culture continue de l’iHCPEnC
    REMARQUE : Pour une culture continue, divisez iHCPEnC 1:4 en nouveaux flasques de culture cellulaire T25.
    1. Retirez le milieu iHCPEnC et lavez les cellules une fois avec 3 mL de PBS. Faites attention à éviter le décollement des cellules.
    2. Aspirez le PBS.
    3. Détacher l’iHCPEnC confluent avec l’aide de 1 mL de trypsine-EDTA. Cette étape prend environ 3 à 5 minutes en temps de temps à temps.
    4. Resuspendez les cellules dans 5 mL de milieu iHCPEnC.
    5. Centrifugeuse à 500 g pendant 5 minutes en temps de traitement ré.
    6. En attendant, recouvrir 4 nouvelles fioles T25 avec 2 mL de facteur d’attachement par flasque.
    7. Resuspendez la granule cellulaire avec 20 mL de milieu iHCPEnC.
    8. Distribuez 5 mL de suspension à cellules à chacune des 4 fioles préparées.
    9. Encore une fois, cultivez les cellules pendant 1 semaine sans changement de milieu. Ils atteindront la confluence en une semaine.
      REMARQUE : Les cellules iHCPEnC sont inhibées par la croissance ; par conséquent, la fiole deviendra confluente, et les cellules restantes flotteront.

4. Préparatifs pour des expériences de co-culture

  1. Méthode 1 : Pour la « co-culture directe » (culture des cellules épithéliales et endothéliales de chaque côté d’un même insert), ne préparez aucune chose supplémentaire.
  2. Méthode 2 : Pour la méthode « membrane-in-insert », effectuez les étapes suivantes :
    1. Percer des membranes de filtre de culture cellulaire de 12 puits de taille insert à l’aide d’un fer perforant n° 11 (correspondant à un diamètre de 11 mm) provenant d’une membrane Din-A-4 séparée.
    2. Mettez des membranes perforées dans une boîte de Petri.
    3. Stérilisez les membranes perforées pendant 60 minutes à l’aide de lumière ultraviolette (UV-C, 254 nm).
      REMARQUE : Des membranes de filtre de culture cellulaire à 12 puits de taille insert peuvent être préparées à l’avance et stockées dans des conditions stériles.

5. Mise en place de la co-culture

REMARQUE : À ce stade, les cellules HIBCPP sont déjà prêtes pour le modèle de culture in vitro de type à deux cellules. Les cellules HIBCPP ont été cultivées pendant 5 à 6 jours (voir les étapes 1.3.8-1.3.12). Les cellules HIBCPP devraient commencer à développer un TEER (environ 20 Ohm·cm 2).

  1. Pour les deux, la Méthode 1 (« co-culture directe ») et la Méthode 2 (« membrane-en-insert ») remplacent le milieu à 10 % d’HIBCPP par un milieu à 1 % d’Hibcpp. À cette fin, on met 2 mL de milieu à 1 % de HIBCPP dans un puits d’une plaque de culture cellulaire à 12 puits.
  2. Videz l’insert filtre contenant la culture inversée à l’aide d’une pipette et des pinces, puis placez l’insert filtrant en orientation standard dans le 12-puits préparé.
  3. Pour la méthode 2 (« membrane-in-insert »), préparez les inserts de filtre comme suit :
    1. Placez la membrane perforée et stérilisée dans un insert filtrant à 12 puits préparé avec des cellules HIBCPP en culture inversée à l’aide de pinces.
  4. Remettez les plaques de culture cellulaire dans l’incubateur pour la trypsinisation de l’iHCPEnC (décrite à l’étape 6).

6. Ensemencement et culture de l’iHCPEnC en co-culture

REMARQUE : Dans la section suivante, l’établissement d’une co-culture de cellules HIBCPP et d’iHCPEnC sur des inserts de filtres de culture cellulaire à 12 puits est décrit. Un protocole détaillé pour la co-culture des cellules HIBCPP et de l’iHCPEnC sur des inserts de filtres de culture cellulaire à 24 puits a été décrit précédemment8. Avant de décoller iHCPEnC, calculez combien de cellules sont nécessaires pour effectuer la co-culture. Un flacon de culture cellulaire T25 confluent fournira une quantité approximative de 5 × 105 cellules.

  1. Retirez le milieu d’une fiole T25 confluente contenant iHCPEnC.
  2. Laver iHCPEnC avec 3 mL de PBS. Évitez le détachement des cellules.
  3. Retirez le PBS.
  4. Détacher l’iHCPEnC confluent avec l’aide de 1 mL de trypsine-EDTA. Cette étape prend environ 3 à 5 minutes en temps de temps à temps.
  5. Resuspendez les cellules dans un flasque de 5 mL/T25 avec un milieu iHCPEnC.
  6. Comptez les cellules dans une chambre de Neubauer.
  7. Centrifugeuse à 500 × g pendant 5 minutes en temps de traitement à la centrifuge.
  8. Resuspendez le pellet cellulaire à une concentration finale de 1 × 105 cellules/mL dans un milieu iHCPEnC.
  9. Méthode 1 (« co-culture directe ») et méthode 2 (« membrane dans l’insert ») : semer 700 μL d’iHCPEnC (7x105 cellules) dans un insert filtre à 12 puits.
  10. Surveillez les valeurs TEER de la co-culture et des témoins (c’est-à-dire les cellules HIBCPP et cultures uniquement iHCPEnC) pour la première fois 24 heures après l’ensemencement de l’iHCPEnC et ensuite quotidiennement.

7. Traitement LPS

REMARQUE : Les co-cultures devraient présenter des valeurs TEER plus élevées que les cultures cellulaires uniquement HIBCPP (facteur suggéré : 1,5 ou plus).

  1. Mesurer et enregistrer les valeurs TEER des inserts de culture cellulaire installés pour les expériences.
  2. Préparez un master mix contenant 5 μg/mL LPS dans un milieu à 1 % de HIBCPP.
  3. Préparer de nouvelles plaques à 12 puits contenant 2 mL de milieu à 1 % d’HIBCPP par puits.
  4. Vide les inserts à l’aide de pinces et de pipetage.
  5. Placez les inserts dans les puits préparés.
  6. Ajoutez respectivement 1 mL de master mix LPS ou un médium à 1 % de HIBCPP (contrôle négatif).
  7. Couver pendant 4 heures à 37 °C.
  8. Mesurer et enregistrer les valeurs TEER avant de passer à l’article 8.

8. Isolement séparé de l’ARN des cellules HIBCPP et de l’iHCPEnC pour une analyse transcriptionnelle ultérieure

REMARQUE : Pour obtenir deux fractions cellulaires distinctes et éviter la contamination croisée avec des cellules cultivées dans le modèle de co-culture, les fractions cellulaires sont soigneusement grattées séparément de l’insert. Effectuer toutes les étapes d’isolation de l’ARN pour chaque insert filtré sans interruption (les inserts ne sont pas autorisés à s’assècher).

  1. Lavez les inserts filtres une fois avec du PBS. À cette fin, préparez des plaques de culture cellulaire à 12 puits contenant 1,5 mL PBS/puits.
  2. Videz les inserts du filtre de culture cellulaire à l’aide d’une pipette et d’une pince. Placez les inserts dans la plaque de culture cellulaire à 12 puits remplie de PBS.
  3. Ajoutez 1 mL de PBS dans les inserts.
  4. Pour préparer les cellules iHCPEnC et HIBCPP à la Méthode 1 (« co-culture directe »), effectuez les étapes suivantes :
    1. Retirez le PBS de l’insert et placez-le dans une plaque de culture cellulaire vide et sèche à 12 puits.
    2. À l’aide d’une pointe de pipette et en pipotage de 10 à 20 μL de PBS, les iHCPEnC sont détachés de l’insert par grattage.
    3. Placez cette fraction cellulaire dans un tube de 1,5 mL contenant 350 μL de tampon de lyse d’ARN. Pipette de haut en bas pour bien mélanger les cellules avec le tampon de lyse d’ARN.
    4. Après la récolte de la fraction d’iHCPEnC terminée, retournez l’insert à l’envers dans le couvercle d’une plaque de culture cellulaire.
    5. Retirez les cellules de HIBCPP de la membrane comme la fraction iHCPEnC, et placez-les dans un tube préparé de 1,5 mL contenant 350 μL de RLT-β-mercaptoéthanol.
      REMARQUE : Si plusieurs co-cultures sont préparées pour une condition, prélever 350 μL de tampon de lyse ARN par insertion et fraction cellulaire. Les fractions de cellules préparées individuellement d’une condition spécifique sont purifiées consécutivement sur la même colonne.
  5. Pour préparer les cellules iHCPEnC et HIBCPP pour la Méthode 2 (« membrane-in-insert »), effectuez les étapes suivantes :
    1. Retirez la membrane supplémentaire à l’aide de pinces et placez-la dans un couvercle sec d’une plaque de culture cellulaire à 12 puits. Pipeter 100 μL de tampon de lyse ARN sur la membrane pour la lyse de l’iHCPEnC.
    2. Placez ce lysat de 100 μL dans un tube de 1,5 mL contenant 250 μL de tampon de lyse ARN et mélangez bien.
    3. Retirez le PBS de l’insert filtre et placez-le à l’envers dans le couvercle d’une plaque de culture cellulaire à 12 puits. Ajouter 100 μL de tampon de lyse ARN sur la membrane de l’insert et lyser la fraction cellulaire HIBCPP.
    4. Placez ce lysat de 100 μL dans un tube de 1,5 mL contenant 250 μL de tampon de lyse d’ARN.
  6. Effectuez l’isolation de l’ARN selon le protocole du fabricant.
  7. Mesurez la quantité d’ARN à l’aide d’un spectrophotomètre.
  8. Effectuer la transcription inverse et l’analyse qPCR des échantillons d’ARN tels que décrits par le fabricant.
    REMARQUE : Comme les co-cultures contiennent moins d’iHCPEnC que les cellules HIBCPP, plusieurs inserts de filtre à 12 puits sont nécessaires pour isoler suffisamment d’ARN provenant d’iHCPEnC, selon l’analyse ultérieure. Les lysats d’ARN des différents inserts de filtre doivent être regroupés. La transcription inverse et la qPCR peuvent être réalisées comme décritprécédemment 6.

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Résultats

Dans ce protocole, nous décrivons la génération étape par étape d’un modèle de type à deux cellules de la PC humaine composé d’épithélium (cellules HIBCPP) et d’endothélium (iHCPEnC) sur des inserts de filtres de culture cellulaire, comme illustré schématiquement à la Figure 1. Dans ce système modèle, les cellules HIBCPP sont cultivées de manière inversée sur la face inférieure du filtre, tandis que les iHCPEnC sont ensemencées soit sur la face supérieure du...

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Discussion

La PC humaine se compose de plusieurs types cellulaires différents, dont un épithélium formant une barrière et un endothélium du vasculaireétendu 3. Bien que les cellules endothéliales de la PC soient fenestratisées, des recherches récentes ont démontré leur contribution à la fonction de la barrière au BCSFB 4,7. Pour étudier les interactions complexes entre l’endothélium et l’épithélium dans les organes t...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun conflit d’intérêts.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
0,25 % de trypsine-EDTALife Technologies & nbsp ;25200056
Plaque de culture cellulaire à 12 puits   ;StarLabCC7682-7512
Inserts de filtre à 12 puits (3 & micro ; M pores)Greiner Bio One665631
Plaque de culture cellulaire à 24 puits   ;StarLabCC7672-7524
insertion de filtre à 24 puits   ; (0.4 & micro ; M pores)Greiner Bio One662641
Insertion de filtre à 24 puits (3 & micro ; M pores)Greiner Bio One662631
Plaque de culture cellulaire à 6 puits & nbsp ;StarLabCC7682-7506
Kit de synthèse d’ADN cDNA AffinityScript (synthèse d’ADNc)Agilent600559
Facteur d’attachementSystèmes cellulaires4ZO-500Fait partie du kit complet Classic Endothelial Medium.
Brilliant II SYBR Green qPCR Master Mix (PCR en temps réel)Agilent600828
Électrode de baguetteMilliporeMERSSTX01Ce produit est arrêté.
Milieu endothélial classique complet (support iHCPEnC)Systèmes cellulaires4ZO-500Kit contenant un médium, des compléments et un facteur d’attache pour le revêtement.
DMEM/F-12 (1:1) avec phénolre (10 % de médium HIBCPP)Thermo Fisher31330-038
DMEM/F-12 (1:1) sans phénolre (1 % de milieu HIBCPP)Thermo Fisher11039-021
Sérum fœtal pour veaux (FCS) (1 % et 10 % médium HIBCPP)Thermo Fisher10270-106
Insuline (1 % et 10 % HIBCPP moyen)SigmaI9278
Lipopolysaccharide (LPS)SigmaL3024
MilliCell ERS2  ;MilliporeMERS00002Ce produit est arrêté.
Nanodrop (spectrophotomètre)Thermo ScientificND1000Ce produit est arrêté.
Fer perforant n°11Wü ; rth880223211
PBSLife Technologies & nbsp ;14190169
Outil de conception d’amorcesNCBIhttps://www.ncbi.nlm.nih.gov/tools/primer-blast/
Amorces  ;SigmaVC00021
Qiagen RNeasy microQiagen74004
RLT+b-ME (partie du micro kit Qiagen Rneasy)Qiagen74004
Flacon de culture cellulaire T25Sarstedt AG & Co KG83,39,10,002
Flacon de culture cellulaire T75Sarstedt AG & Co KG83,39,11,002
TRAKETCH PET 3,0 cc (membrane séparée)SabeuSK4580
Lumière UVCarl RothH469.1

Références

  1. Damkier, H. H., Brown, P. D., Praetorius, J. Cerebrospinal fluid secretion by the choroid plexus. Physiol Rev. 93 (4), 1847-1892 (2013).
  2. Schwerk, C., Schroten, H. In vitro models of the choroid plexus and the blood-cerebrospinal fluid barrier: advances, applications, and perspectives. Hum Cell. 37 (5), 1235-1242 (2024).
  3. Ghersi-Egea, J. F., et al. Molecular anatomy and functions of the choroidal blood-cerebrospinal fluid barrier in health and disease. Acta Neuropathol. 135 (3), 337-361 (2018).
  4. Carloni, S., et al. Identification of a choroid plexus vascular barrier closing during intestinal inflammation. Science. 374 (6566), 439-448 (2021).
  5. Carloni, S., Rescigno, M. Unveiling the gut-brain axis:structural and functional analogies between the gut and the choroid plexus vascular and immune barriers. Semin Immunopathol. 44 (6), 869-882 (2022).
  6. Denzer, L., et al. Transcriptome and functional comparison of primary and immortalized endothelial cells of the human choroid plexus at the blood-cerebrospinal fluid barrier. Int J Mol Sci. 26 (4), 1779(2025).
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