Le protocole offre une introduction détaillée à l’expérience d’utilisation de la méthode de cathétérisme cardiaque droit pour détecter la pression de l’artère pulmonaire chez les rats, ce qui aidera à obtenir des données précises plus efficacement et à améliorer le taux de réussite de l’expérience. Cette méthode améliore également la reproductibilité des expériences à travers différents laboratoires.
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Article de méthode
Mesure de la pression de l’artère pulmonaire chez les rats à l’aide d’un cathétérisme cardiaque droit
Dans cet article
Résumé
Résumé
La pression de l’artère pulmonaire (PAP) mesurée par cathétérisme cardiaque droit est considérée comme la référence pour diagnostiquer l’hypertension pulmonaire. Les rats ont été utilisés pour établir des modèles d’hypertension pulmonaire. Cependant, lorsque les débutants pratiquent un cathétérisme cardiaque droit pour mesurer la PAP dans des modèles rats d’hypertension pulmonaire, le cathéter pénètre souvent involontairement dans la veine cave inférieure ou se coince dans le ventricule droit sans atteindre l’artère pulmonaire, ce qui entraîne une cathétérisation prolongée, ce qui diminue la fréquence cardiaque chez les rats et fournit des lectures de pression déformées. De plus, il existe un risque de perforation de l’oreillette droite, ce qui pourrait entraîner l’échec de l’expérience. Cette étude vise à partager l’expérience de notre laboratoire dans la mesure de la PAP à l’aide d’un cathétérisme cardiaque droit via une présentation vidéo. Nous énumérons les étapes chirurgicales impliquées dans la cathétérisation du cœur droit, ainsi que les outils nécessaires à l’opération. Nous avons amélioré la sélection des cathéters en fonction des propriétés des matériaux du cathéter et décrit la méthode de préparation des cathéters. Nous avons également expliqué le processus d’insertion du cathéter dans l’artère pulmonaire et la détermination de la position du cathéter. Nous pensons que ce protocole sera utile pour les débutants dans la mesure de la pression artérielle pulmonaire.
Introduction
Actuellement, la pression de l’artère pulmonaire mesurée par cathétérisme cardiaque droit est la référence pour diagnostiquer l’hypertensionpulmonaire 1. Chez l’humain et les grands animaux, le cathéter flottant est principalement utilisé pour la cathétérisation ducœur droit 2. Cependant, chez les petits animaux (comme les rats), en raison du manque de cathéters flottants adaptés, l’application de cette technique est limitée, ce qui nuit à la recherche scientifique sur la réplication de modèles d’hypertension pulmonaire utilisantdes rats 3. Les rats généralement utilisés pour modéliser l’hypertension pulmonaire ont généralement une fourchette de poids comprise entre 300 et 400 g. Une taille corporelle plus petite signifie qu’ils ont des vaisseaux sanguins plus fins et des parois cardiaques plus fines, ce qui rend la cathétérisation difficile. Bien qu’il existe des rapports de littérature sur la méthode de fabrication d’un cathéter cardiaque droit avec un tube en polyéthylène (PE) d’un diamètre extérieur de 0,9 mm et d’un diamètre intérieur de 0,5 mm, ainsi que sur la technique d’intubation 3,4,5, la forme d’onde de pression de l’artère pulmonaire a été surveillée avec succès. Mais dans le fonctionnement réel, il existe encore de nombreux problèmes : le cathéter est susceptible d’entrer par erreur dans la veine cave inférieure ou de rester longtemps dans le ventricule droit sans atteindre l’artère pulmonaire. Un temps d’insertion prolongé du cathéter peut également entraîner une diminution du rythme cardiaque du rat et une mesure de pression déformée. Le cathéter peut même perforer l’oreillette droite en raison d’un mauvais fonctionnement, entraînant l’échec de l’expérience 4,5,6. En analysant les raisons, il se peut que la ténacité et la dureté du cathéter affectent la courbure de la pointe du cathéter, rendant ainsi difficile son entrée dans l’artère pulmonaire.
Pour résoudre ce problème, dans cette étude, un tube de polychlorure de vinyle ajouté par plastifiant (diamètre extérieur 1,6 mm, diamètre intérieur 1,0 mm, longueur 25 cm, adapté aux veines jugulaires de rats de plus de 150 g) avec une plus grande élasticité et ténacité a été choisi comme matériau pour la fabrication du cathéter. Nous avons proposé un ensemble de schémas d’opération systématiques, incluant la fabrication de la couette à la pointe du cathéter, la dissection de la veine jugulaire externe, l’insertion du cathéter et la détermination de sa position. Grâce à des améliorations des méthodes précédentes, nous pouvons obtenir un passage plus facile vers l’artère pulmonaire et un taux de réussite plusélevé de 7,8. Par conséquent, nous pouvons fournir un soutien technique plus fiable pour la recherche sur les modèles d’hypertension pulmonaire chez les petits animaux.
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Protocole
Toutes les procédures ont été menées conformément aux directives du Comité Institutionnel de Soins aux Animaux de l’Université Médicale de l’Armée. Les procédures suivies ont été réalisées conformément aux directives institutionnelles. En raison de l’invasion du cathétérisme cardiaque droit, les animaux doivent être euthanasiés immédiatement après la collecte des données. L’euthanasie doit être réalisée conformément aux directives de l’institution sur les études animales. Des rats mâles Sprague-Dawley (SD) en bonne santé, de catégorie spécifique sans agents pathogènes (SPF), poids corporel de 300 ± 20 g ont été utilisés ici.
1. Préparation du cathéter
- Choisissez une aiguille d’infusion veineuse (tube en PVC) d’un diamètre extérieur de 1,6 mm, d’un diamètre intérieur de 1,0 mm et d’une longueur de 25 cm. Coupe la pointe de l’aiguille. Fileter un fil de cuivre d’un diamètre inférieur à 1,0 mm dans le tube.
- Formez l’extrémité arrière en cercle d’un diamètre de 7 mm (Figure 1A). L’expérimentateur peut utiliser un objet cylindrique de taille appropriée (comme un crayon) pour aider à plier le cathéter. Immergez l’extrémité circulaire dans l’eau à 100 °C pendant 10 minutes puis retirez-la. Enlève le fil de cuivre. L’extrémité arrière est similaire à une couette, et l’autre extrémité peut être reliée à un robinet d’arrêt à trois voies (Figure 1B).
Figure 1 : Fabrication du cathéter. (A) Passer un fil de cuivre à travers le tube en PVC et plier l’extrémité du tube en un cercle de 7 mm de diamètre. (B) Après avoir immergé l’extrémité circulaire dans de l’eau à 100 °C pendant 10 minutes, retirez le fil de cuivre. Le tube a une forme ressemblant à une couette. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.
2. Préparation animale
- Contrôle de la température : Allumez la bouillotte et réglez la température à 37 °C. Maintenez la température à 37°C pendant toute la chirurgie.
- Anesthésiez le rat par injection intrapéritonéale de 0,3 mL de Pentobarbital sodique à 2 % pour 100 g de poids corporel. Pour vérifier que l’animal est anesthésié, vérifiez la non-réactivité de la patte ou de la pincée de la queue. Évitez les situations où les animaux se réveillent pendant une chirurgie en raison d’une anesthésie insuffisante, ainsi que les décès ou autres effets indésirables causés par une anesthésie excessive. Pendant l’opération, surveillez en permanence la normalité du rythme cardiaque et de la respiration du rat.
- Placez le rat en position allongée sur la bouillotte d’une table d’opération et fixez ses incisives et ses membres postérieurs à la table d’opération à l’aide d’élastiques.
3. Procédure opératoire
- Rasez la zone cervicale droite et désinfectez la zone avec un coton-tige-coton imbibé d’alcool à défrication. Utilisez des ciseaux de tissu pour faire une incision de 2 cm sur la peau du côté droit du cou. Utilisez des pinces ophtalmiques courbées pour disséquer de façon brutale la veine jugulaire externe du côté droit.
- Libre d’environ 1 cm de la veine. Ligate l’extrémité distale de la veine avec un fil de suture 5-0. Faites un nœud coulissant à l’extrémité proche. Pincez le fil de suture à l’extrémité distale avec un hémostat et tirez-le doucement vers la tête pour contracter modérément le vaisseau sanguin.
- Pour la venotomie, pliez l’aiguille n° 7 préparée de 45° dans la direction opposée à la pointe de l’aiguille (Figure 2A), et perforez la veine jugulaire externe vers l’extrémité proximale (Figure 2B).
ATTENTION : Les aiguilles sont considérées comme des instruments tranchants. Évitez le contact direct avec l’extrémité pointue lors de leur utilisation.
Figure 2 : Outil de la Venotomie. (A) Plier l’aiguille n° 7 de 45° dans la direction opposée à la pointe de l’aiguille. (B) Perforer la veine jugulaire externe vers l’extrémité proximale. En raison de la flexion précédente de l’aiguille, l’opération de l’expérimentateur sera plus pratique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.
- Remplissez le cathéter cardiaque relié au robinet d’arrêt à trois voies avec une solution d’héparine sodique et fermez le robinet d’arrêt à trois voies.
REMARQUE : L’héparine, en tant qu’anticoagulant, peut empêcher la formation de caillots sanguins lors du cathétérisme. Préparez 500 mL de solution d’héparine sodique à 1000 UI/mL en mélangeant de l’héparine sodique et du sérum physiologique normal. - Insérez la pointe pliée de l’aiguille n°7 fabriquée vous-même dans la veine, soulevez-la, puis insérez les pinces ophtalmiques courbées dans la veine en chemin pour l’ouvrir (Figure 3A). Retire l’aiguille. Insérez le cathéter dans la veine par l’espace ouvert par la pince (Figure 3B).
- Retirez les pinces ophtalmiques courbes. Détachez le nœud coulissant, poussez le cathéter vers l’avant, puis nouez un nouveau nœud coulissant pour fixer le cathéter et éviter qu’il ne tombe (Figure 3C). Ne serrez pas trop fort le nœud coulissant, afin de vous assurer qu’il n’y a pas de fuite de sang et que le cathéter puisse être poussé librement en même temps.
Figure 3 : Cathétérisme. (A) Insérer les pinces ophtalmiques courbes dans la veine pour l’ouvrir. (B) Insérer le cathéter dans la veine par l’espace ouvert par la pince. (C) Nouer un nouveau nœud coulissant pour fixer le cathéter afin d’éviter qu’il ne tombe. Assurez-vous qu’il n’y a pas de fuite de sang et que le cathéter puisse être poussé librement en même temps. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.
- Allumez le polygraphe, connectez le transducteur de pression et videz le transducteur avec du sérum physiologique normal pour éviter les bulles d’air.
- Ouvrez le logiciel d’enregistrement, zérez-le en l’exposant à l’atmosphère, puis effectuez une calibration en deux points avec un sphygmomanomètre au mercure. Dans le logiciel, réglez le type de filtre en passe-bas, la fréquence de coupure à 40 Hz, et la fréquence d’échantillonnage à 1000 SPS.
- Mesure de la forme d’onde et jugement de position : Connectez le robinet d’arrêt à trois voies relié au cathéter au transducteur de pression, afin de s’assurer qu’il n’y a pas de bulles d’air dans le robinet d’arrêt à trois voies. Ensuite, ouvrez et faites pivoter l’interrupteur du robinet d’arrêt à trois voies pour que le cathéter communique avec le transducteur de pression, et la forme d’onde veineuse est visible (Figure 4A).
- Faites pivoter le cathéter tout en le poussant vers l’avant. S’il y a de la résistance, ne forcez pas l’avance. Soulève la serviette (fabriquée avec une lame chirurgicale), retire un peu le cathéter, puis tourne-la et pousse-la à nouveau. Lorsqu’un sentiment de vide est ressenti, la forme d’onde ventriculaire peut être visible (Figure 4B).
- Poussez-la vers l’avant pour atteindre l’artère pulmonaire. Le glissement de la pointe du cathéter contre la paroi du cœur se fait sentir lors de l’avancement. La forme d’onde de l’artère pulmonaire apparaîtra (Figure 4C).
- Si la forme d’onde ventriculaire illustrée à la Figure 4D apparaît, cela peut signifier qu’il est difficile pour le cathéter d’entrer dans l’artère pulmonaire à cette position. Retirez légèrement le cathéter, faites-le pivoter, puis poussez-le vers l’avant jusqu’à ce que la forme d’onde ventriculaire illustrée à la Figure 4B apparaisse, puis il est très facile d’entrer dans l’artère pulmonaire. En même temps, les débutants peuvent aussi se référer à Sarkar et al. pour mieux comprendre les formes d’onde à différentsstades 9.
Figure 4 : Forme d’onde de pression. (A) La forme d’onde veineuse. (B) La forme d’onde ventriculaire. (C) La forme d’onde de l’artère pulmonaire. (D) L’onde ventriculaire anormale. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.
4. Collecte de données
- Une fois la forme d’onde caractéristique de la pression de l’artère pulmonaire confirmée et la forme d’onde stable pendant 1 minute, placez doucement le cathéter et maintenez-le stable. Maintenant, mesurez le PAP.
- Enregistrez une forme d’onde stable pendant au moins 10 cycles cardiaques consécutifs. Si l’expérience nécessite une mesure continue à long terme du PAP, placez des compresses de gaze sur la peau exposée pour éviter la sécheresse ou les réactions indésirables causées par une exposition prolongée à l’environnement.
- Réglez les pressions de l’oreillette droite, du ventricule droit et de l’artère pulmonaire à 2-6 mmHg, 0-25 mmHg et 10-25 mmHg, respectivement, chacun avec ses pics caractéristiques 7,8,9,10,11,12,13. Lorsque le pic systolique de la forme d’onde de pression du ventricule droit présente une encoche, le cathéter est plus susceptible d’entrer dans l’artère pulmonaire.
- Après la collecte des données, euthanasiez les animaux conformément aux directives de l’institution pour les études animales. Nettoyez les cathéters une fois la collecte de données terminée.
REMARQUE : Tous les déchets générés par ces procédures doivent être correctement gérés. Les aiguilles usagées et autres objets tranchants doivent être immédiatement placés dans des contenants dédiés à l’élimination des objets tranchants. Les tissus biologiques (y compris les cadavres d’animaux) doivent être rendus inoffensifs. Les réactifs chimiques utilisés doivent être versés dans des réservoirs de liquide résiduel et déversés après purification centralisée.
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Résultats
Nous avons publié les données sur la pression artérielle pulmonaire moyenne des rats souffrant d’hypertension pulmonaire chronique induite par l’hypoxie et des rats témoins normaux des plaines mesurés selon cetteméthode 7,8. Les résultats sont globalement cohérents avec les données rapportées dans lalittérature 9,10,11,12.
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Discussion
En 1970, Swan et Ganz ont rapporté l’utilisation d’un cathéter flottant pour mesurer la pression de l’artèrepulmonaire 13, établissant le cathétérisme cardiaque droit invasif comme la référence pour diagnostiquer l’hypertensionpulmonaire 14,15. Cependant, dans les études impliquant de petits animaux comme les rats, la taille du cathéter limite la faisabilité d’un cathétérisme thoracique fermé. En 1984, Bo ...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts lié à la publication de cet article.
Remerciements
Ce travail a été soutenu par la Fondation des sciences naturelles de Chine (n° 81971784, 81830062).
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Fil de suture 5-0 | Zhongke Huida | 23030306 | |
| Désinfectant alcoolisé à 75 % | Shandong Zhuojian Medical Technology Co., LTD. | Q/371402SDZJ005 | |
| Beaker | Usine d’instruments en verre de Chengdu | GG-17 | 250 mL |
| Fil de cuivre | ThermoFisher | 000098.G2 | |
| Bouillotte | Tigergene Technology Inc | TG-TP-BS | 20 et fois ; 35 cm |
| Pinces hémostatique | Beyotime | FS245 | |
| Aiguille d’infusion intraveineuse | Usine d’équipement médical du Grand Mur du comté de Hanjiang | GB 18671-2002 | |
| LabChart Pro Upgrade v7 pour Windows | AD Instruments | GR85-XNCB-MEDA | |
| Coton-tige médical | Huatai Medical Equipment Co., LTD. | YY/T 10330-2015 | |
| Système d’enregistrement physiologique multicanal (PowerLab 35/4, AD Instruments) | AD Instruments | PowerLab 35/04 | |
| Aiguille | Shanghai Kindly Enterprise Development Group Co., LTD. | 0,7 et fois ; 32 TW LB | |
| Solution saline normale | Servicebio | G4702-500ML | solvant ? Liquide nettoyant |
| Pinces courbes ophtalmiques | Beyotime | FS229 | |
| Transducteurs de pression | AD Instruments | SP 844 | |
| Table d’opération Rat | YUYAN INSTRUMENTS | 30351 | |
| Héparine sodium | biosharp | BS145 | Effet anticoagulant |
| Pentobarbital sodique | Sigma-Aldrich | P3761 | Elle est utilisée pour anesthésier les rats |
| Seringue stérile | Shanghai Kindly Enterprise Development Group Co., LTD. | 5 ml | |
| Lame chirurgicale | Beyotime | FS205 | Utilisé pour fabriquer le pad |
| Robinet d’arrêt à trois voies | B.Braun | 409511CN | |
| Ciseaux de tissu | Beyotime | FS209 |
Références
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- Zou, L., Chen, M., Huang, X., Wang, L. A meliorative technique to measure pulmonary artery pressure by right heart catheterization in rats. Chinese J Pathophysiol. 30 (4), 757-762 (2014).
- Yan, H., et al. Optimization of the Method for Measuring Rat Pulmonary Artery Pressure via Right Heart Catheterization. Chinese J Integrative Med Cardio-Cerebrovasc Dis. 20 (11), 1986-1988 (2022).
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- Sarkar, T., et al. Catheterization of Pulmonary and Carotid Arteries for Concurrent Measurement of Mean Pulmonary and Systemic Arterial Pressure in Rat Models of Pulmonary Arterial Hypertension. Bio Protoc. 13 (16), e4737(2023).
- Neelakantan, S., et al. Dissecting contributions of pulmonary arterial remodeling to right ventricular afterload in pulmonary hypertension. Bioeng Transl Med. 10 (4), e70035(2025).
- Neelakantan, S., et al. Right Ventricular Stiffening and Anisotropy Alterations in Pulmonary Hypertension: Mechanisms and Relations to Right Heart Failure. J Am Heart Assoc. 14 (5), e037126(2025).
- Mendiola, E. A., et al. Right Ventricular Architectural Remodeling and Functional Adaptation in Pulmonary Hypertension. Circ Heart Fail. 16 (2), e009768(2023).
- Swan, H. J., et al. Catheterization of the heart in man with use of a flow-directed balloon-tipped catheter. New Engl J Med. 283 (9), 447-451 (1970).
- Ruopp, N. F., Cockrill, B. A. Diagnosis and Treatment of Pulmonary Arterial Hypertension: A Review. JAMA. 327 (14), 1379-1391 (2022).
- Ferrero, P., Krishnathasan, K., Constantine, A., Chessa, M., Dimopoulos, K. Pulmonary arterial hypertension in congenital heart disease. Heart (British Cardiac Society). 110 (18), 1145-1152 (2024).
- Deten, A., Millar, H., Zimmer, H. G. Catheterization of pulmonary artery in rats with an ultraminiature catheter pressure transducer. Heart Circ Physiol. 285 (5), H2212-H2217 (2003).
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Réimpressions et autorisations
