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Article de méthode

Surveillance continue de la pression artérielle chez les rongeurs conscients à l’aide de la télémétrie implantable et comparaison avec la méthode du ballonnet arrière

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DOI :

10.3791/69652

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14 novembre 2025

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1Advanced Institute for Medical Sciences, Dalian Medical University, 2School of Basic Medical Sciences, Xi'an Jiaotong University, 3East China Normal University Health Science Center

Dans cet article

Résumé

Ce protocole détaille l’application de la télémétrie implantable pour la surveillance continue et fiable de la pression artérielle chez les rongeurs conscients, couvrant l’implantation chirurgicale, les soins postopératoires, l’acquisition de données et la comparaison avec la méthode du brassard arrière.

Résumé

La radiotélémétrie permet une surveillance fiable et continue de la pression artérielle (PA) chez les rongeurs conscients dans des conditions physiologiques, tout en minimisant les artefacts liés à l’opérateur. L’émetteur implantable comprend un cathéter de détection de pression, et la procédure d’implantation varie en fonction de l’espèce utilisée et du but de l’étude. Chez les rongeurs, les approches les plus courantes sont l’implantation par l’artère carotide ou l’aorte abdominale. L’approche de l’artère carotide est souvent privilégiée pour son chemin direct vers l’arc aortique, facilitant la mesure précise de la pression centrale, tandis que l’approche de l’aorte abdominale est également largement utilisée pour les études chroniques. Par rapport aux méthodes non invasives telles que le brassard de queue, la télémétrie implantable fournit des mesures plus précises et cohérentes, ce qui la rend particulièrement utile pour les études sur l’hypertension qui nécessitent une surveillance précise de la tension artérielle à long terme. Ce protocole détaille l’anesthésie, les techniques d’implantation chirurgicale et les soins postopératoires, ainsi que les procédures d’acquisition et d’analyse des paramètres hémodynamiques - pression artérielle systolique, diastolique et moyenne et fréquence cardiaque (FC) - ainsi qu’une évaluation comparative par rapport aux mesures de la coiffe arrière.

Introduction

Une surveillance précise et continue de la pression artérielle (PA) chez les rongeurs conscients est essentielle pour la recherche cardiovasculaire, en particulier dans les études sur l’hypertension où les changements hémodynamiques dynamiques nécessitent une mesure précise 1,2,3. Les méthodes non invasives traditionnelles, telles que la méthode du manchon de queue, sont largement utilisées, mais limitées par l’échantillonnage intermittent, les artefacts liés au stress et l’incapacité à capturer les variations circadiennes de la PA 4,5. Ces problèmes compromettent la précision et la reproductibilité, limitant leur utilisation dans les études hémodynamiques à long terme6.

Les systèmes de radiotélémétrie offrent des mesures de tension artérielle plus précises et plus cohérentes. Il permet une surveillance continue et de haute qualité de la pression artérielle chez les animaux en mouvement libre, éliminant ainsi la variabilité de la manipulation de l’opérateur et le stress causé par la contention 7,8,9,10. Cette approche est particulièrement utile dans la recherche sur l’hypertension, où il est important de saisir l’apparition, l’ampleur et la stabilité de l’élévation de la TA, ainsi que les tendances circadiennes 11,12,13. De plus, la télémétrie continue permet de détecter les fluctuations transitoires au cours de la progression de la maladie et fournit une évaluation détaillée des interventions pharmacologiques, avantages que les méthodes traditionnelles de brassard arrière ne peuvent pas offrir14.

Le système de radiotélémétrie utilise un émetteur implantable avec un cathéter de détection de pression, qui est placé chirurgicalement à des sites anatomiques choisis en fonction de l’espèce et de la conception de l’étude. Chez la souris, le cathéter est généralement inséré à travers l’artère carotide dans l’arc aortique pour assurer des signaux stables9. Pour certaines expériences, telles que les études à long terme chez des souris plus âgées ou plus lourdes, le placement dans l’aorte abdominale peut être préféré. Chez le rat, l’aorte abdominale est le site standard pour des enregistrements fiables à long terme15. Ces stratégies d’implantation permettent de mesurer avec précision les pressions artérielles systolique, diastolique et moyenne, ainsi que la fréquence cardiaque (FC), ce qui fait du système de télémétrie un outil précieux pour le phénotypage des modèles hypertendus et l’évaluation des interventions thérapeutiques16.

Ce protocole décrit en détail les procédures d’anesthésie, d’implantation chirurgicale (y compris les options de placement du cathéter), les soins postopératoires, l’acquisition et l’analyse des données, ainsi qu’une évaluation comparative avec la méthode du brassard de queue.

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Protocole

Toutes les procédures expérimentales ont été approuvées par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’Université Jiaotong de Xi’an (No. XJTUAE2025-2784) et ont été menées conformément aux lignes directrices nationales et institutionnelles sur le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Des rats mâles de huit semaines présentant une hypertension spontanée (SHR) et des souris C57BL/6 ont été utilisés dans les expériences.

1. Préparation des animaux

  1. Conditions d’hébergement : Hébergez tous les animaux dans des pièces à environnement contrôlé. Maintenez une température ambiante de 21 °C et une humidité relative de 60 %. Réglez un cycle d’éclairage de 12 h/12 h d’obscurité. Fournir de la nourriture de laboratoire standard et de l’eau à volonté.
  2. Poids recommandé pour l’implantation de la télémétrie : Sélectionnez des souris pesant de 20 à 35 g pour garantir une longueur d’implantation du cathéter adéquate et s’adapter à la taille de l’émetteur de télémétrie (HD-X11 : 33 x 33 x 14 mm ; HD-S10 : 42 x 42 x 18 mm). Choisissez des souris de 20 g ou plus pour le cathétérisme de l’artère carotide et utilisez des souris d’environ 30 g pour l’implantation de l’aorte abdominale. Pour les rats, choisissez des animaux pesant ≥ 170 g pour assurer un bon ajustement et minimiser les complications chirurgicales. Utilisez l’approche d’implantation de l’aorte abdominale pour les rats.
    REMARQUE : Cette plage de poids équilibre la faisabilité chirurgicale avec les considérations de bien-être animal pour la surveillance télémétrique chronique.

2. Préparation préopératoire

  1. Vérification du modèle d’implant par télémétrie : Pour les souris, utilisez l’émetteur HD-X11. Pour les rats, utilisez l’émetteur HD-S10. Vérifiez le numéro de modèle et le codage sur les émetteurs (Figure 1).
  2. Préparation chirurgicale aseptique : Avant l’opération, désinfectez soigneusement la zone chirurgicale et stérilisez tous les instruments par autoclave à 121 °C pendant 20 min (figure supplémentaire 1A). Préparez des champs stériles, une solution saline chirurgicale et les réactifs requis (table des matériaux). Portez un équipement de protection individuelle approprié (gants, masque et casquette) et disposez les instruments sur un plateau stérile, en confirmant les indicateurs de stérilité avant utilisation. Maintenez une technique d’asepsie stricte tout au long de la procédure. Après l’opération, assurez-vous de l’élimination appropriée des matériaux contaminés et de la restérilisation rapide des instruments réutilisables.
  3. Prétraitement des émetteurs
    1. Décollez le couvercle blanc de l’emballage du plateau en plastique transparent pour ouvrir l’emballage stérile.
    2. Soulevez le couvercle transparent du plateau, inondez le canal du cathéter avec une solution saline stérile et replacez immédiatement le couvercle. Évitez tout contact avec l’émetteur ou le plateau intérieur pour maintenir la stérilité.
    3. Mettez l’emballage de côté et laissez le cathéter s’hydrater pendant 15 minutes avant de le transférer dans le champ stérile. Assurez-vous que l’extrémité du cathéter semble uniformément translucide et remplie de gel. Identifiez les pointes opaques ou blanches comme insuffisamment hydratées et réhydratez-les avant de continuer.
    4. Conservez le couvercle blanc (qui contient les données d’étalonnage) et l’emballage stérile (pour un retour potentiel).
      REMARQUE : Assurez-vous d’une bonne hydratation du cathéter en raison de ses propriétés hydrophiles. L’implantation dans un état non hydraté fait que le cathéter absorbe l’eau du sang, ce qui entraîne une expansion. Cette expansion entraîne une récession de gel et la formation de vides à l’extrémité du cathéter, augmentant ainsi le risque de formation de thrombus.
  4. Induction anesthésique
    1. Anesthésie par inhalation : Placer l’animal dans une chambre d’induction et l’anesthésier avec 5 % d’isoflurane dans de l’oxygène à un débit de 0,5 L/min. Une fois le réflexe de redressement perdu, transférez l’animal sur une plate-forme chirurgicale à température contrôlée (37 °C) et maintenez l’anesthésie par un cône nasal délivrant 2 % d’isoflurane avec un débit d’oxygène de 0,5 L/min tout au long de l’intervention17.
    2. Anesthésie injectable : Anesthésier les souris par injection intramusculaire d’un mélange de zolétil-xylazine (1:2 v/v) à une dose de 20 μL par 20 g de poids corporel18.
    3. Utilisez une pommade vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie.
  5. Préparation du site chirurgical : Fixez les membres avec du ruban adhésif et enlevez les poils du cou à l’aide d’une crème dépilatoire, puis essuyez la zone. Désinfectez le site d’incision avec du bromure de benzalkonium à l’aide de trois gommages circulaires, suivis de deux gommages avec de la povidone iodée après avoir placé un champ stérile.

3. Implantation d’un émetteur télémétrique chirurgical

REMARQUE : Effectuez l’implantation chirurgicale soit par l’artère carotide, soit par cathétérisme de l’aorte abdominale (Figure 2).

  1. Implantation de l’artère carotide
    1. Faites une incision de 1 à 1,5 cm le long de la ligne médiane de la peau sous le menton et créez des espaces sous-cutanés bilatéraux à l’aide d’un curage émoussé.
    2. Rétractez doucement les glandes parotide et sous-maxillaire à l’aide d’instruments contondants pour exposer les muscles trachéaux. Identifier l’artère carotide gauche adjacente à la trachée à l’aide d’une dissection émoussée (figure 3A).
    3. Libérez l’artère carotide des tissus environnants. Disséquez soigneusement le nerf vague qui l’accompagne, un brin blanc distinctif, loin de la paroi artérielle sur un segment de 10 mm pour exposer la bifurcation.
      REMARQUE : Disséquez soigneusement le nerf vague sans traction pour éviter une déficience fonctionnelle, car il est essentiel pour la régulation autonome.
    4. Passez trois sutures 6-0 non résorbables imbibées de solution saline sous le segment isolé de l’artère carotide et positionnez-les respectivement aux emplacements crânien, caudal et médian (Figure 3B). Soulevez délicatement le vaisseau pour éviter les lésions vasculaires.
    5. Placez la suture la plus antérieure adjacente à la bifurcation carotidienne, puis ligaturez solidement le vaisseau avec un nœud permanent. La suture caudale fournit une occlusion vasculaire temporaire, tandis que la suture moyenne forme une boucle lâche pour la stabilisation du cathéter après l’insertion. Soulevez les deux extrémités des sutures à l’aide de pinces vasculaires pour distendre le vaisseau (Figure 3C).
      REMARQUE : La bifurcation des artères carotides interne et externe sert de point de repère important pour déterminer la longueur d’insertion appropriée du cathéter implanté.
    6. Pliez l’extrémité d’une aiguille de seringue de 1 mL à environ 100° et percez soigneusement la paroi artérielle près de la ligature crânienne. Utilisez l’aiguille comme guide pour faire avancer le cathéter dans l’artère, en le faisant glisser doucement le long du vaisseau à l’aide d’une pince de maintien du cathéter (figure supplémentaire 1B-C).
    7. Retirez l’aiguille à l’aide d’une main ferme et remplacez-la à l’aide d’une pince fine pour faire avancer doucement le cathéter plus profondément dans le vaisseau. Surveillez les marqueurs de profondeur sur le cathéter, arrêtez l’insertion une fois que la position prédéterminée est atteinte (figure supplémentaire 2A-B). Serrez la suture centrale pour fixer le cathéter en place. Attachez fermement la suture distale pour une fixation supplémentaire. Enroulez la suture proximale autour de la partie externe du cathéter et ligaturez-la pour éviter qu’elle ne se déloge. Coupez les extrémités des sutures aussi courtes que possible (Figure 3D).
    8. Confirmez la profondeur du cathéter à l’aide du marqueur et assurez-vous qu’il atteint l’arc aortique. Vérifiez qu’il n’y a pas de fuite de sang ou de bouillonnement au site de ponction ou autour du cathéter. Appliquez immédiatement des mesures correctives en cas de fuite. Tirez doucement sur le cathéter pour vous assurer qu’il reste bien en place à l’aide de sutures ou d’adhésif.
    9. À l’aide d’une pince émoussée, créez une poche sous-cutanée de l’incision vers le flanc abdominal gauche. Injectez 200 μL de solution saline préchauffée (37 °C) pour agrandir l’espace, puis insérez l’émetteur de télémétrie dans la poche et positionnez-le par voie sous-cutanée dans la région abdominale gauche (figure 4A-C).
    10. Facultatif : Effectuez cette étape lors de l’utilisation d’implants avec des sondes ECG (HD-X11). Positionnez le fil électronique incolore sous la peau du muscle pectoral droit et fixez le fil rouge dans l’espace sous-cutané abdominal inférieur gauche. Fermez l’incision avec des sutures interrompues pour éviter la déhiscence de la plaie (Figure 4D-E).
      REMARQUE : La procédure illustrée a été effectuée sur un animal euthanasié. Toutes les chirurgies de survie ont été effectuées dans des conditions d’asepsie strictes avec un drapage stérile pour assurer le bien-être des animaux et le succès de l’expérience.
    11. Gardez l’incision fermée propre et appliquée. Vérifiez s’il y a des saignements sous-cutanés actifs, tels qu’un gonflement rapide, la formation d’un hématome ou du sang s’infiltrant à travers la ligne de suture.
  2. Implantation de l’aorte abdominale
    1. Positionnez l’animal en position couchée, la tête dirigée à l’opposé du chirurgien.
    2. Faites une incision cutanée abdominale médiane de 3 à 4 cm, suivie d’une dissection contondante entre la peau et la paroi abdominale.
    3. Incisez la linea alba le long de la ligne médiane et rétractez doucement les intestins avec de la gaze humide pour exposer l’espace rétropéritonéal.
    4. Identifiez l’aorte abdominale pulsatile adjacente à la veine cave inférieure, puis disséquez soigneusement la graisse/le tissu conjonctif environnant avec des cotons-tiges pour exposer le segment aortique de la veine rénale gauche (supérieurement) à la bifurcation iliaque (inférieure), dégageant ainsi tout le tissu de surface ventrale (Figure 5A).
      REMARQUE : La veine rénale gauche traversant la surface aortique ventrale sert de repère critique pour la mobilisation de l’aorte proximale.
    5. Passez deux sutures non résorbables 4-0 humidifiées d’une solution saline sous l’aorte abdominale isolée. Placez la suture crânienne au croisement veine rénale-aorte gauche et la suture caudale au niveau de la bifurcation iliaque. Serrez temporairement les deux sutures pour obstruer la circulation sanguine (Figure 5B).
    6. Pliez l’extrémité d’une aiguille de seringue de 5 ml à environ 100°, puis percez la paroi aortique juste en dessous de l’artère mésentérique caudale avec soin. À l’aide de l’aiguille comme guide, faites avancer le cathéter dans l’aorte par le site d’entrée à l’aide d’une pince spécialisée pour tenir le cathéter, en le faisant glisser doucement vers le rostral le long du vaisseau.
    7. Retirez l’aiguille et avancez soigneusement le cathéter vers le crâne jusqu’à ce que son extrémité distale rencontre une légère résistance au niveau de la suture de l’occlusion antérieure (figure 5C et figure supplémentaire 2C-D).
    8. Appliquez une goutte d’adhésif tissulaire sur le site d’entrée du cathéter et laissez-le durcir pendant 30 s. Relâchez progressivement la suture de traction caudale tout en surveillant de près tout saignement au site d’insertion (figure supplémentaire 3A). Confirmez que l’extrémité du cathéter est positionnée sur le crâne de la veine rénale gauche.
    9. Préparez un patch à membrane fibreuse de 5 mm x 3 mm et placez-le sur le site d’insertion du cathéter (figure supplémentaire 3B), puis fixez-le avec un adhésif biocompatible pour stabiliser le cathéter (figure 5D).
    10. Lorsque la visualisation est claire, vérifiez qu’il n’y a pas de fuite de sang active au point de ponction ou autour du cathéter. Arrêtez immédiatement en cas de bouillonnement ou d’infiltration et appliquez des mesures correctives. Tirez doucement sur le cathéter pour vous assurer qu’il reste bien en place par les sutures et/ou l’adhésif.
      REMARQUE : Lorsque vous effectuez des procédures sur des animaux hypertendus, commencez par des pinces atraumatiques. Rétablissez progressivement la pression à l’aide d’un protocole de clamp-release par étapes : relâchez d’abord la pince distale pour tester l’étanchéité à basse pression, puis ne relâchez la pince proximale qu’après avoir confirmé l’hémostase.
    11. Retirez toute la gaze abdominale et repositionnez doucement les intestins. Rincez la cavité abdominale avec une solution saline préchauffée (37 °C), puis confirmez l’hémostase au site d’entrée du cathéter.
    12. Placez l’émetteur par voie intra-abdominale entre les anses intestinales et fixez-le au péritoine pariétal à l’aide de sutures non résorbables 6-0 (Figure 6A).
    13. Facultatif : Effectuez cette étape lors de l’utilisation d’implants avec des sondes ECG (HD-X11). Insérez une aiguille de 18 G à travers la paroi abdominale près de l’incision latérale droite (côté droit de l’animal) dans la cavité péritonéale, en évitant les organes internes. Enfilez le plomb négatif (cathéter transparent) dans l’aiguille et extériorisez-le de l’abdomen. Retirez l’aiguille tout en maintenant la position de la tête. Répétez la procédure du côté opposé pour extérioriser le plomb positif (cathéter rouge) (Figure 6B-C).
    14. Fermeture de la paroi abdominale : Suturez la paroi abdominale à l’aide d’un simple motif interrompu avec des sutures non résorbables 5-0 ou 6-0.
    15. Préparation et placement du plomb : Coupez l’excès de longueur de plomb en laissant une petite bobine ; Retirez ~1 cm de silicone terminal pour exposer les fils et fixez le tube avec des sutures 5-0/6-0. Creusez le fil positif vers la côte caudale gauche et le fil négatif vers le muscle pectoral droit, en ancrant chacun avec des sutures de maintien (Figure 6D).
    16. Fermez l’incision avec des sutures interrompues pour éviter la déhiscence de la plaie (Figure 6E).
      REMARQUE : Cette étude effectue la procédure sur un animal euthanasié à des fins de démonstration. Effectuer toutes les chirurgies de survie dans des conditions aseptiques strictes avec un drapage stérile pour assurer le bien-être de l’animal et le succès de la procédure.

4. Récupération chirurgicale

  1. Fin de l’anesthésie : Interrompez l’anesthésie gazeuse et retirez l’appareil d’administration. Transférez l’animal dans un coussin chauffant à 37 °C pour maintenir la normothermie jusqu’à ce que le mouvement spontané reprenne complètement. Ne laissez pas l’animal sans surveillance jusqu’à ce qu’il ait repris une conscience suffisante pour maintenir le décubitus sternal.
  2. Analgésie postopératoire : Administrer le méloxicam par voie sous-cutanée à 5 mg/kg de poids corporel pour soulager la douleur postopératoire 19,20,21,22.
    REMARQUE : Pour prévenir la douleur de manière proactive, une analgésie préventive peut être administrée avant la chirurgie.
  3. Surveillance de la récupération : Surveillez systématiquement les souris pour détecter la douleur et l’infection après la chirurgie. Évaluez la douleur spontanée à l’aide de l’échelle de grimace de souris (MGS) en notant le resserrement orbitaire, le renflement du nez, le renflement des joues, la position de l’oreille et le changement des moustaches. Consignez les observations cliniques quotidiennes, y compris la perte de poids, la réduction de la consommation de nourriture ou d’eau, la posture voûtée, la piloérection, la diminution de l’activité et l’isolement social. Examinez quotidiennement le site chirurgical pour détecter une rougeur, un gonflement, une chaleur ou un écoulement (tableau supplémentaire 1). Administrer des analgésiques ou consulter un vétérinaire selon des critères d’évaluation crus prédéfinis si un comportement ou une apparence anormale est observé 23,24,25,26,27. Après une récupération complète (généralement 10 jours après la chirurgie), les souris sont logées individuellement dans des cages standard sur des plaques réceptrices de télémétrie pour une acquisition continue des données.

5. Enregistrement et analyse des données

  1. Implantation et fonctionnement de l’émetteur : Contrôlez l’émetteur implantable à l’aide d’un aimant puissant pour l’allumer ou l’éteindre. Confirmez la réussite de l’activation en vérifiant la présence d’un signal sonore sur une radio FM à proximité.
  2. Configuration de l’émetteur et acquisition des données
    1. Acquérir des données à l’aide du logiciel (Ponemah v5.00). Reportez-vous au fichier supplémentaire 1 pour les options de configuration.
    2. Ouvrez Ponemah v5.00, créez une nouvelle expérience ou ouvrez-en une existante. Allez dans Configuration > matériel et cliquez sur Modifier la configuration APR pour sélectionner un récepteur vide.
    3. Ouvrez Hardware > Edit MX2 Configuration pour connecter l’implant. Sélectionnez le récepteur associé à l’implant et configurez les paramètres suivants : nom, modèle d’implant, type de signal, fréquence d’échantillonnage et numéro de série.
    4. Cliquez sur Rechercher l’implant HD. Activez l’implant à l’aide d’un aimant et placez-le sur la plaque de détection désignée jusqu’à ce que le système reconnaisse le signal. Cliquez sur Enregistrer pour confirmer.
    5. Configurez les détails du sujet en définissant le nom, le sexe et l’espèce du sujet, puis sélectionnez les éléments de détection correspondant au type d’implant.
    6. Sélectionnez le(s) émetteur(s) cible(s), cliquez et choisissez le bouton Lecture (symbole initial du triangle) pour lancer l’acquisition du signal. Cliquez sur OK pour confirmer.
    7. Cliquez sur le bouton Pause pour mettre fin à l’enregistrement.
    8. Pour la collecte de données expérimentales, échantillonner selon les exigences expérimentales.
  3. Analyse des données
    1. Chargez les données de télémétrie. Dans le logiciel, accédez à Fichier > Charger les données. Sélectionnez Paramètres cibles. Choisissez Transmetteurs dans la liste des formulaires et définissez la période d’analyse en fonction des heures de démarrage/fin enregistrées.
    2. Déterminer le décalage de la tension artérielle : extraire les données de la période de 30 minutes précédant la fin de l’échantillonnage. Calculez et rapportez les valeurs sous forme de moyenne ± SEM.
    3. Exportez les paramètres cardiovasculaires, y compris la pression cardiaque, la PA systolique (PAS), la PA diastolique (PAD), la pression artérielle moyenne (PAM), la FC et le nombre d’activités (Figure 7A). Utilisez la méthode du manchon de queue 5,6,28 (fichier supplémentaire 2) pour mesurer la PA chez la souris via le principe de l’enregistrement de la pression volumique (VPR) et générer des courbes de pression pour l’analyse (Figure 7B).
    4. Analyse statistique : Exprimez les données en moyenne ± MEB. Effectuez des analyses statistiques à l’aide de GraphPad Prism 8.0. Évaluez les différences entre les moyennes de groupe à l’aide d’un test t de Student non apparié, et analysez des données continues sur 24 heures par ANOVA à deux facteurs suivie d’un test post hoc de Bonferroni. Une valeur p < 0,05 est considérée comme indiquant une signification statistique.

6. Récupération des émetteurs

  1. Euthanasier l’animal en utilisant des techniques standard. N’utilisez pas de luxation cervicale, car elle pourrait endommager le cathéter.
  2. Incisez la poche sous-cutanée contenant l’émetteur avec de fines ciseaux chirurgicaux. Commencez par l’extrémité caudale de la poche et étendez l’incision crânienne, en évitant tout contact avec le cathéter. Retirez l’émetteur de la poche et poursuivez l’incision crânienne vers la région ventrale du cou, en prenant soin de ne pas endommager le cathéter.
  3. Libérez le cathéter de tout tissu conjonctif. Soulevez doucement l’émetteur et placez-le sur le champ chirurgical près de la tête de l’animal pour éviter la transsection accidentelle du cathéter.
  4. Faites une incision abdominale médiane avec des ciseaux chirurgicaux fins et étendez-la crânienne pour sectionner le diaphragme et le sternum. Créez des incisions bilatérales à travers la cage thoracique latérale pour exposer complètement la cavité thoracique.
  5. Identifiez le cœur. Disséquez soigneusement et retirez le thymus, qui apparaît sous forme de tissu blanc, pour visualiser l’arc aortique. Saisissez uniquement le thymus pendant la dissection pour éviter d’endommager les vaisseaux sous-jacents, car le cathéter se trouve à l’intérieur de l’arc aortique sous le thymus.
  6. Localisez l’arc aortique après l’ablation du thymus. Isolez-le doucement des tissus environnants et placez une pince à pointe fine sous l’arcade pour localiser l’extrémité du cathéter. Incisez l’arc aortique à cet endroit pour exposer l’extrémité du cathéter, en prenant soin de ne pas endommager le cathéter.
  7. Tracez l’extrémité du cathéter et incisez soigneusement l’aorte rétrograde vers l’artère carotide commune jusqu’au site de suture de ligature. Coupez doucement le nœud de suture pour exposer le point d’insertion et récupérez l’ensemble du cathéter.

7. Nettoyage et restérilisation sur place des émetteurs

  1. Élimination des tissus et des débris : Préparez une solution de Tergazyme à 1 %. Faites tremper l’émetteur dans la solution pendant 24 h pour éliminer le sang, les protéines sériques et les débris tissulaires. Rincez abondamment à l’eau courante.
  2. Décontamination : Travailler sous une hotte. Immerger l’émetteur dans du glutaraldéhyde dans un tube à centrifuger scellé de 50 ml pendant 24 h. Rincer abondamment avec une solution saline stérile et conserver dans un emballage stérile.

8. Préparation de la seringue de regel et remplissage du cathéter

  1. Portez des gants propres. Purger l’air de la seringue en exprimant une petite quantité de gel à partir de la pointe de l’aiguille.
  2. Pour le HD-S10, insérez la pointe de l’aiguille dans le cathéter sans toucher ses bords. Avancez-le sous la surface de toute matière résiduelle. Injectez le gel sous une légère pression tout en retirant lentement l’aiguille jusqu’à ce que l’embout soit complètement rempli et exempt de bulles ou de débris.
  3. Pour HD-X11, évitez l’insertion d’aiguille. Placez une petite gouttelette de gel sur une surface stérile. Comprimez doucement le bulbe du cathéter pour expulser l’air ou les thrombus. Contactez l’orifice avec la gouttelette de gel. Relâchez pour permettre le remplissage rétrograde par capillarité et pression négative.

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Résultats

Enregistrement télémétrique continu de la pression artérielle et de la fréquence cardiaque chez les souris C57BL/6
Des souris C57BL/6 mâles âgées de huit semaines ont été randomisées pour subir une implantation de transmetteur par canulation de l’artère carotide (CAC) ou canulation de l’aorte abdominale (AAC). Après 10 jours de rétablissement, la tension artérielle de base a été enregistrée. Une surveillance continue 24 heures sur 24 a confirmé des signaux stables et fiables avec le rythme circadien a...

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Discussion

Étapes critiques du protocole
La télémétrie implantable est largement reconnue comme la référence en matière de surveillance cardiovasculaire continue et haute fidélité chez les rongeurs conscients et en mouvementlibre 31,32. Une étape critique est la sélection du site d’implantation du cathéter, soit l’artère carotide, soit l’aorte abdominale, en fonction des objectifs expérimentaux. L’implantation de l’artèr...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par la Fondation des sciences naturelles de Chine (subvention 82230012, 81830015 à N. Wang, subvention 91939108, 82570478 à L. Xiao).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Référence de pression ambiante APR-1Data Sciences International (DSI)La référence de pression ambiante APR-1 est un composant obligatoire de chaque système de télémétrie DSI où les mesures de pression sont surveillées afin de compenser dynamiquement les effets du changement de pression barométrique sur les mesures absolues (par rapport au vide) prises par les implants de télémétrie
Kit de réparation celluloseData Sciences International (DSI)370-0036-001
GlutaraldéhydeMetriCide89132-856
Graefe Pinces courbées, avec des dentsData Sciences International (DSI)11054-10
Implant (HD-S10)Data Sciences International (DSI)825969
Implant (HD-S10)Data Sciences International (DSI)910265
Implant (HD-X11)Data Sciences International (DSI)1315981
Implant (HD-X11)Data Sciences International (DSI)1315986
isofluraneSciences de la vie RWDR510-22-10
Lexar-Ciseaux pour bébé - droit, 10 cmData Sciences International (DSI)14078-10
Matrix 2.0 (MX2)  ;Data Sciences International (DSI)La Matrice 2.0 (MX2) gère la communication entre les implants de télémétrie HD de PhysioTel et PhysioTel ainsi que l’ordinateur d’acquisition.
Boîtier d’instrument MoriaData Sciences International (DSI)20311-21
Sérum physiologiqueKelong PharmaceuticalC1250213B1
Porte-aiguilles Olsen-Hegar - très délicatData Sciences International (DSI)12002-12
Pentobarbital sodiumSigma-AldrichP3761
Récepteurs RPC-1Data Sciences International (DSI)34668Le récepteur RPC-1 est le plus souvent utilisé pour surveiller les animaux logés dans des cages en plastique pouvant être placées sur le dessus du récepteur. Le récepteur RPC-1 assure une réception fiable des données transmises via télémétrie numérique et possède deux antennes réceptrices orientées à angle droit pour minimiser les coupures dues à la directionnalité du diagramme de transmission.
Récepteurs RPC-1Data Sciences International (DSI)34669
TergazymeSigma-AldrichZ273287
Pince de canulation du vaisseau, 11 cm de longData Sciences International (DSI)00608-11
Dilatateur vaisseau - extrémité inclinée à 45 degrés, 13,5 cm de longData Sciences International (DSI)00276-13
Adhésif tissulaire VetbondMinnesota Mining and Manufacturing Company (3M)1469SB
Xylazine 20Sigma-AldrichX1251
Zoletil 50Laboratoires Virbac

Références

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