Article de méthode

Établissement d’un modèle de péri-implantite chez le rat via la pose d’implants en titane maxillaire et l’induction de la ligature par Porphyromonas gingivalis

DOI :

10.3791/69682

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6 mars 2026

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1Department of Prosthodontics, The Affiliated Stomatological Hospital, Southwest Medical University, 2School of Stomatology, Southwest Medical University, 3Institute of Stomatology, Southwest Medical University, 4Orofacial Reconstruction and Regeneration Laboratory, Southwest Medical University, 5The First People's Hospital of Yibin, 6The Second People's Hospital of Deyang, 7Department of Periodontics & Oral Mucosal Diseases, The Affiliated Stomatology Hospital, Southwest Medical University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette étude a établi un modèle de peri-implantite chez le rat utilisant des implants en titane maxillaire, impliquant l’extraction dentaire, l’implantation chirurgicale de dispositifs en titane, et l’induction ultérieure de la perte osseuse inflammatoire via la pose de ligature imbibée de Porphyromonas gingivalis autour du cou de l’implant après la cicatrisation.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La péri-implantite (PI) est une cause majeure d’échec des implants dentaires, caractérisée par des lésions inflammatoires des tissus mous et une perte osseuse progressive, nécessitant des modèles animaux fiables pour la recherche mécanistique et thérapeutique. Cette étude a établi un nouveau modèle de rat qui combine synergiquement l’irritation mécanique avec l’infection bactérienne afin de mieux imiter la pathogenèse de la PI humaine. Après l’extraction des premières molaires maxillaires chez 12 rats mâles de Sprague-Dawley (âgés de 4 semaines) et une période de guérison de 8 semaines, des implants en titane ont été posés. Après 4 semaines d’osséointégration, le groupe PI (n = 6) a reçu des ligatures imbibées de Porphyromonas gingivalis (P. gingivalis) autour des cous de l’implant, tandis que le groupe témoins négatif (NC) (n = 6) n’a reçu aucun traitement de ligatura. Deux semaines après l’induction, les analyses par tomodensitométrie (micro-CT) et histologie ont révélé une perte osseuse alvéolaire significative et une inflammation sévère des tissus mous, incluant une infiltration inflammatoire des cellules et une destruction tissulaire marquée, dans le groupe PI comparé au groupe NC. Ce modèle validé a effectivement reproduit les caractéristiques clés de l’IP clinique. Ses limites incluent un défi monopathogène simplifié et une évolution accélérée de la maladie par rapport à la PI humaine. Néanmoins, il constitue un outil robuste et cliniquement pertinent pour les études investigatives et thérapeutiques.

Introduction

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Avec les avancées en prothèse dentaire, les implants dentaires voient une application clinique en constanteexpansion 1. Cependant, la péri-implantite (PI), en tant que complication la plus répandue, compromet significativement la survie à long terme des implants dentaires et entraîne des effets néfastes persistants sur la santé bucco-dentairedes patients 2. L’IP est une affection inflammatoire pathologique des tissus peri-implantaux, principalement causée par la dysbiose du microbiome du biofilm de la plaque, et se caractérise par une inflammation progressive des tissus mous peri-implants et une perte subséquente de l’osde soutien 3,4. Avec des taux de prévalence au niveau patient et implant estimés respectivement à 19,53 % et 12,53% 5, et compte tenu de la complexité et du coût de sa gestion, l’IP représente un fardeau clinique et de santé publiqueimportant 6.

L’élucidation de la pathogenèse complexe de la PI et le développement de thérapies efficaces reposent fondamentalement sur des modèles animaux robustes qui reproduisent fidèlement la maladiehumaine 7,8. Bien que les grands modèles animaux comme les chiens et les mini-cochons offrent des similitudes anatomiques, leur utilisation dans l’enquête mécanistique profonde est limitée par des coûts élevés, des préoccupations éthiques et de logement, ainsi qu’un manque d’outils moléculaires spécifiques àchaque espèce. Les modèles de rongeurs, en revanche, présentent des avantages en termes de rentabilité, de facilité de manipulation et d’une manipulabilité génétique abondante, facilitant une investigation détaillée des voiesmoléculaires 10. Le modèle murin, cependant, est souvent limité par sa petite taille et les défis techniques des interventionschirurgicales 11. Ces limitations sont aggravées par des problèmes procéduraux dans les méthodes établies, telles que la nature focale et la perte prématurée de la ligature courantes dans les modèles12 de parodontite murine. Le rat apparaît comme un compromis pragmatique, offrant un champ opératoire plus large, une utilité établie dans la recherche sur la guérison osseuse, et la disponibilité de souches transgéniques pour sonder des facteurs génétiquesspécifiques 13, ce qui en fait un candidat très adapté à la modélisation des PI. Malgré son potentiel, l’adoption des modèles PI chez rats est limitée par des subtilités techniques des interventions chirurgicales, notamment l’extraction dentaire fiable et la pose régulière des implants.

Les techniques existantes de modèlement de rats incluent la pose de ligature ensoie 14,15, l’inoculation locale contre les agentspathogènes 16, et l’injection de lipopolysaccharides17. Les modèles d’infection antérieurs reposant sur un lavage bactérien oral entraînent souvent une formation instable de biofilms et des réponses inflammatoiresincohérentes 18. La méthode de la ligature en soie est courante pour favoriser l’accumulation rapide de plaques. Cependant, la ligature seule constitue une insulte mécanique non physiologique et n’incorpore pas un défi pathogène contrôlé, représentant de manière inadéquate l’étiologie des maladies infectieuses de la PI19. La monoinfection par des agents pathogènes comme P. gingivalis, en revanche, a souvent du mal à établir un biofilm stable et peut ne pas induire systématiquement une inflammationrobuste 20. Nous émettons l’hypothèse que la procédure de ligature provoque des doubles insultes : la suture de soie agit comme un irritant mécanique et un échafaudage pour la formation de biofilms complexes, tandis que le polypathogène clé délivré, P. gingivalis, déclenche et perpétue une réponse inflammatoiredysbiotique 21. Pour résumer visuellement cette approche intégrée à double pathogène et sa progression temporelle, un aperçu schématique de la procédure expérimentale et du calendrier pour établir ce modèle combiné de rat à ligature P. gingivalis est fourni (Figure 1). Cet article détaille l’établissement et la validation de ce modèle combiné de ligature P. gingival, conçu pour reproduire de manière fiable la pathologie critique des os et des tissus mous de l’IP, renforçant ainsi la pertinence clinique et l’utilité du modèle pour la recherche préclinique.

Figure 1
Figure 1 : Schéma de la chronologie de la procédure expérimentale pour établir un modèle de péri-implantite chez le rat induit par la méthode de ligature à suture chargée de bactéries. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Protocole

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La taille de l’échantillon a été déterminée sur la base des pratiques courantes dans des modèles de péri-implantite (PI) chez les rongeurs publiés précédemment et des contraintes des ressourcesdisponibles 22. Douze rats mâles Sprague-Dawley âgés de 4 semaines (fournis par l’Experimental Animal Center de la Southwest Medical University, Licence n° : SCXK (Chuan) 2024-0046) ont été utilisés pour l’extraction dentaire, la pose d’implants et l’induction de la PI. Tous les rats ont été maintenus dans une installation standard de barrière spécifique sans agents pathogènes (FPS), avec des animaux issus de différents groupes expérimentaux hébergés séparément. Les emplacements des cages dans le rack étaient randomisés chaque semaine. Les rats étaient assignés soit au groupe témoin négatif (NC), soit au groupe PI (n = 6 par groupe) à l’aide d’un générateur de nombres aléatoires. L’ordre des interventions chirurgicales pour tous les rats est aléatoire. Toutes les procédures sont approuvées par le Comité d’éthique de la recherche animale de la Southwest Medical University (Approbation n° 20241111-012) et respectent les directives de bien-être animal. Cette étude est menée conformément aux principes des 3R (Remplacement, Réduction, Raffinement) pour la recherche animale éthique. Les réactifs et l’équipement utilisés sont listés dans le tableau des matériaux.

1. Préparation avant extraction

  1. Stérilisez tous les instruments chirurgicaux (#5 explorateur dentaire, porte-aiguilles, pinces ophtalmiques, cotons-tiges médicaux, pinces tissulaires, etc.) par autoclavage. Effectuer toutes les procédures suivantes dans une armoire de biosécurité de classe II pour maintenir des conditions aseptiques.
  2. Administrez une injection intrapéritonéale de tribromoéthanol (250 mg/kg) pour anesthésier lesrats 23 (suivant les protocoles approuvés par l’institution). Confirmer la profondeur anesthésique en l’absence de réflexe de retrait en réponse à une pincée de la patte arrière.
  3. Appliquez un lubrifiant ophtalmique pour éviter la dessiccation cornéenne pendant les interventions.
  4. Désinfectez soigneusement toutes les surfaces de travail avec une solution d’éthanol à 75 %.
  5. Placez le rat en position couchée sur une plateforme chirurgicale stable. Rétractez les incisives maxillaires et mandibulaires à l’aide d’élastiques pour obtenir et maintenir une ouverture maximale de la bouche. Éclairez la cavité buccale avec un phare chirurgical.
  6. Saisissez doucement la langue avec des pinces de tissu et rétractez-la sur le côté. Assurez-vous que la langue est bien maintenue afin de garder une vue claire et dégagée des molaires maxillaires.

2. Procédure d’extraction dentaire

  1. Désinfectez le site chirurgical avec du povidone-iode. Positionnez un explorateur dentaire #5 à la surface distale de la première molaire maxillaire (espace interproximal entre les première et deuxième molaires), et appliquez une force mésiodistale pour obtenir une luxation initiale (Figure 2A).
  2. Repositionner l’explorateur sur la surface mésiale de la première molaire, puis réappliquer la force mésiodistale pour mobiliser davantage la dent (Figure 2B).
  3. Placez la pointe de l’explorateur dans le sillon gingival palatin. Appliquez une combinaison de mouvement rotationnel bucco-palatin doux et d’une pression occlusale soutenue le long de l’axe long de la dent. Continuez jusqu’à ce que la dent soit complètement déboîtée de l’alvéole (Figure 2C,D).
  4. Inspectez attentivement la dent extraite en vue directe pour vérifier que toutes les racines sont intactes et qu’aucune fracture n’est présente. Irriguez doucement l’alvéole vide avec un jet de solution physiologique normale provenant d’une seringue stérile pour éliminer les caillots sanguins résiduels ou les débris (Figure 2E,F).
  5. Atteignez l’hémostasie en appliquant une pression stérile de coton pendant 1 minute. Ramenez la langue en position anatomique. Maintenez l’animal sur la bouillotte jusqu’à la récupération complète de l’anesthésie.
  6. Fournissez une alimentation souple et de l’eau potable en antibiotiques (Amoxicilline 250 mg/kg) pendant une semaine.
    REMARQUE : Appliquer une force contrôlée et progressive pendant la luxation et éviter les mouvements brusques pour éviter une fracture raciculaire ou une lésion de l’os alvéolaire.

Figure 2
Figure 2 : Procédure d’extraction dentaire. Une sonde dentaire a été insérée dans les parties distale et proximale de la première molaire maxillaire du rat pour libérer les ligaments parodontaux (A,B). Application palatine des forces rotationnelles et occlusales pour luxer la dent (C,D). L’alvéole a été minutieusement examinée à la recherche de fragments de racines résiduels (E). Une première molaire maxillaire intacte du rat est montrée (F). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

3. Chirurgie de pose d’implant

  1. Huit semaines après l’extraction, créez une incision mésiodistale de 5 mm au-dessus de la crête édenteuse à l’aide d’une lame stérile 12c, pénétrant jusqu’à la surface osseuse (Figure 3A).
  2. Utilisez l’explorateur #5 pour la dissection contondante afin d’élever les lambeaux mucopériostéaux d’épaisseur complète, exposant le site chirurgical (Figure 3B).
  3. Reliez une perceuse en carbure de tungstène (1,5 mm de diamètre) à un adaptateur de tournevis manuel et effectuez une ostéotomie par rotation manuelle dans le sens horaire avec irrigation saline intermittente pour le contrôle thermique, en préparant un site d’implant de 4 mm de profondeur dans la douille d’extraction cicatrisée tout en maintenant un retour tactile continu pour éviter la perforation corticale (Figure 3C).
  4. Insérer un implant de titane sur mesure (1,8 mm de diamètre, 3,2 mm de longueur, surface usinée) en utilisant la rotation dans le sens des aiguilles d’une montre. Vérifiez la stabilité par l’absence de mobilité sur l’application exploratrice (Figure 3D-F).
  5. Laissez une période de guérison d’une semaine avec une alimentation souple continue et un traitement antibiotique comme décrit précédemment.
    REMARQUE : Employez une technique chirurgicale douce et évitez une force axiale excessive pour éviter une perforation iatrogène du plancher du sinus maxillaire.

Figure 3
Figure 3 : Procédure de pose d’implant. Une incision mésiodistale a été réalisée à l’aide d’une lame courbée n°12 (A). Le lambeau muqueusier était réfléchi par une sonde dentaire (B). Une ostéotomie a été réalisée à l’aide d’un foret en carbure de tungstène de 1,5 mm fixé à une perceuse manuelle (C). L’implant a été placé dans l’os de la mâchoire via un support d’implant (D) personnalisé. Après l’implantation, une sonde a été utilisée pour vérifier la mobilité (E, F). Implant en titane sur mesure (filetage à surface lisse, diamètre 1,8 mm, longueur 3,2 mm), support d’implant correspondant (G,H) et mini-perceuse manuelle (I). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

4. Préparation des sutures ligatuées par P. gingivalis

  1. Cultivez P. gingivalis de façon anaérobie à 37 °C dans un bouillon de 5 mL pour perfusion cérébrale (BHI) jusqu’à atteindre 109 UFC/mL (OD600 = 1,0).
  2. Transférez la suspension à 1:20 de dilution sur 10 mL de medium BHI frais.
  3. Immergez complètement les sutures stériles en soie 3-0 dans un milieu inoculé. Incuber anaérobie à 37 °C pendant 48 à 72 heures pour établir un biofilm mature.

5. Induction au poste de directeur principal

  1. Quatre semaines après l’implantation, ligavez une suture imbibée de P. gingivalis autour du cou de l’implant à l’aide d’un porte-aiguille stérile. Sécuriser avec un triple nœud adjacent au tissu gingival (Figure 4A-D).
  2. Maintenez la ligature pendant 2 semaines tout en surveillant la progression inflammatoire.
  3. Effectuez une inspection quotidienne des ligatures. Remplacez si vous êtes desserré ou perdu en utilisant une technique aseptique.
    REMARQUE : Lors du fait de nœuds, séparez doucement les tissus mous pour éviter les déchirures et assurez-vous que le nœud de suture est positionné en subgingival.

Figure 4
Figure 4 : Procédure de suture induite par suture : Le fil de suture préparé imbibé de bactéries (3-0) a été placé en position subgingivale à l’extrémité distale de l’implant (A). Le premier nœud était noué et fixé avec un porte-aiguille pour éviter la luxation du nœud (B). Ensuite, faites un triple nœud pour éviter le glissement des points de suture (C,D). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

6. Euthanasie et collecte d’échantillons

  1. Après une période d’induction de 2 semaines, euthanasiez les animaux par luxation cervicale sous anesthésie profonde à l’isoflurane (selon les protocoles approuvés par l’institution). Disséquez les maxilles intacts avec les implants à l’aide d’instruments tranchants.
  2. Immergez immédiatement les échantillons dans du paraformoldéhyde à 4 % pour une fixation sur 24 heures. Retirez les tissus mous résiduels avec une irrigation PBS et conservez dans 70 % d’éthanol.
    REMARQUE : L’expérience peut être mise en pause à ce stade avec un stockage à long terme dans 70 % d’éthanol à 4 °C.

7. Analyse par tomodensitométrie micro-computée (micro-CT)

  1. Analysez les échantillons à l’aide de la tomodensitométrie micro-calculée selon la méthodologieétablie 24.
  2. Allumez le scanner et l’ordinateur. Lance le logiciel d’acquisition. Cliquez sur l’icône de sécurité radiologique et laissez un échauffement de 15 minutes.
  3. Ouvre la chambre de scan. Montez l’échantillon dans un tube conique de 15 mL stabilisé avec de la mousse à faible densité, puis fixez le tube sur l’étage rotatif et positionnez-le dans la chambre de balayage.
  4. Déclenchez la source de rayons X (90 kV, 80 μA). Cliquez sur l’icône d’aperçu pour confirmer un positionnement optimal. Réglez les paramètres : résolution de 12 μm , exposition à 20 Hz , 4000 images au total.
  5. Reconstruis les images avec le logiciel Recon 1.7.4.0.
  6. Analysez les paramètres osseux suivants dans le logiciel Avatar 1.7.4.0 en délimitant un ROI dans la région molaire de la première molaire maxillaire : fraction volumique osseuse (BV/TV), rapport surface/volume osseux (BS/BV), épaisseur trabéculaire (Tb.Th) et nombre trabéculaire (Tb.N).

8. Traitement histologique

  1. Décalcifiez les échantillons fixes dans un EDTA à 10 % (pH 7,4) avec des changements de solution toutes les 72 heures pendant 4 semaines. Vérifiez une complétion par un test de pénétration à aiguille.
  2. Déshydrater les échantillons par série d’éthanol : 75 % d’éthanol pendant 4 heures, 85 % d’éthanol pendant 2 heures, 90 % d’éthanol pendant 2 heures, 95 % d’éthanol pendant 1 heure, et deux changements de 100 % d’éthanol pendant 30 minutes chacun.
  3. Clairsez les spécimens dans le xylène avec deux changements de 10 minutes chacun. Infiltrer avec la paraffine en utilisant trois changements d’une heure chacun.
  4. Incorporez les tissus dans du paraffine en fusion et refroidissez sur un étage de congélation à -20 °C. Taillez les blocs et conservez à 4 °C pendant 10 heures avant de sectionner.
  5. Coupe les blocs de paraffine à 5 μm d’épaisseur. Placez les sections de flotteur sur un bain-marie à 45 °C et montez-les sur des glissières en verre. Des diapositives sèches à 37 °C pendant 1 heure.
  6. Déparaffinez les coupes à travers deux changements de xylène pendant 5 minutes chacun. Réhydrater selon une série d’éthanol gradué : 100 % d’éthanol pendant 5 minutes, 90 % d’éthanol pendant 5 minutes, 80 % d’éthanol pendant 5 minutes, et 70 % d’éthanol pendant 5 minutes.
  7. Rincez les sections dans de l’eau distillée pendant 1 minute. Teintez avec de l’hématoxyline pendant 8 minutes, puis rincez dans l’eau du robinet courante.
  8. Différenciez en alcool acide à 1 % pendant 3 s. Rincez dans l’eau courante du robinet pour le bleu. Contre-teinte avec de l’éosine pendant 5 minutes.
  9. Sections déshydratées selon des séries d’éthanol gradué : 70 % d’éthanol pendant 10 s, 80 % d’éthanol pendant 10 s, 90 % d’éthanol pendant 10 s, et 100 % d’éthanol pendant 10 s. Clear en deux changements de xylène pendant 5 minutes chacun.
  10. Montez des couvercles avec du baume neutre et examinez au microscope optique.
    REMARQUE : Le Xylène est dangereux. À utiliser dans une hotte à fumée avec des équipements de protection individuels appropriés.

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Résultats

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Les douze rats Sprague-Dawley de 4 semaines inscrits à l’étude ont tous réussi toutes les interventions chirurgicales et ont montré une osséointégration stable avant la ligaturage, répondant au critère d’inclusion prédéfini de récupération sans complications. Aucun animal n’est exclu de l’analyse. Les rats sont assignés aléatoirement au groupe NC ou PI (n = 6 par groupe) à l’aide d’un générateur de nombres aléatoires. Les chercheurs effectuant la quantification micro-CT et les évaluations histopathologiques restent aveug...

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Discussion

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La présente étude démontre la faisabilité d’induire la PI dans un modèle de rat à l’aide de sutures imbibées de P. gingivalis, et fournit une documentation détaillée des interventions chirurgicales associées. Les modèles de rongeurs, en particulier chez les rats, sont bien établis dans la recherche dentaire pour l’étude de la parodontite et de la PI, en raison de leur accessibilité, de leur faible coût d’entretien et de leur grande efficacité reproductive, comme le soutient la l...

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Déclarations de divulgation

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Les auteurs affirment qu’il n’existe aucun conflit d’intérêts potentiel qui aurait pu influencer le travail rapporté dans cet article.

Remerciements

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Ce travail est soutenu par des subventions de l’Association médicale du Sichuan (Subvention n° S2024052) ; le Bureau des sciences et technologies de Luzhou (Subvention n° 2024JYJ070), ainsi que l’Hôpital de stomatologie affilié de l’Université Médicale du Sud-Ouest (Subvention n° 2025DS03). Les auteurs reconnaissent également avec gratitude l’assistance technique fournie par l’Animal Experiment Center de la Southwest Medical University. Le diagramme scientifique est créé avec BioRender.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
#5 Explorateur dentaireZhengzhou Kangdetai Medical Co., Ltd., Zhengzhou, CN6970327120856Luxation et extraction dentaire
1 % d’alcool acideSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd, Shanghai, CN10000018 (éthanol) & 10000118 (Hcl)Différenciation de l’hématoxyline
10 % d’EDTA (pH 7,4)Servicebio Technology Co., Ltd, Wuhan, CNG1105Décalcification osseuse
Solution à 100 % éthanolMacklin Biochemical Technology Co., Ltd., Shanghai, ChineE708068Déshydratation complète et préparation des solvants
Lame 12c et scalpel chirurgicalTianda Medical Co., Ltd., Huaian, CN6951933811154Création de lambeau mucopériostéal
Ligatures en soie 3-0Jinhuan Medical, Shanghai, CNNC9201232Ligature
4 % de paraformoldéhydeBiosharp, Hefei, CNBL539AFixation tissulaire
70 % d’éthanolPréparation en laboratoire-Stockage des échantillons
Solution à 75 % d’éthanolMacklin Biochemical Technology Co., Ltd., Shanghai, ChineE885996Désinfection de surface et déshydratation initiale
Amoxicilline 50 & mu g/mLNorth China Pharmaceutical Co., Ltd, Shijiazhuang, CNH13020635Supplémentation en antibiotiques dans l’eau potable
Logiciel AvatarAvatar Integrated Systems Inc, Munich, DE-Analyse des paramètres osseux
BHI moyenCrown Lab Supplies Inc, Colombie-Britannique, CA110052Culture de P. gingivalis
CT-VoxelBruker Corporation, Billerica, MA, États-Unis-Visualisation d’images micro-CT
ÉosineBeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd, Pékin, CN
G1100		Coloration cytoplasmique
Série d’éthanol (80 %, 90 %, 95 %)Préparation en laboratoireDéshydratation/réhydratation progressive des tissus
GraphPad PrismGraphPad Software, Inc., San Diego, CA, États-UnisVersion 9.0.0Analyse statistique et génération de graphes
Lampe frontaleShenzhen Supfire Lighting Co., Ltd, Shenzhen, CNHL23-XEnluminement intraoral
HématoxylineBeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd, Pékin, CNH8070Coloration nucléaire
Porte-implantSichuan Weisida Medical Device Co., Ltd, Sichuan, CNProduit uniquePose manuelle de l’implant
IsofluraneRWD Life Science Co., Ltd, Shenzhen, CNR510-22-10  ;Entretien de l’anesthésie inhalatoire
Adaptateur de tournevis manuelDiqin Matériaux Décoratifs Co., Ltd, Hangzhou, CNDQ-80013Ostéotomie
Cotonne-tiges médicauxKekang Pharmaceutical Co., Ltd, Suzhou, CNHN-02Hémostase
Micro-scanner CTServicebio Technology Co., Ltd, Wuhan, CNVNC-102&mu ; Tomodensitografies
Porte-aiguilleShanghai Medical Instruments Co., Ltd, Shanghai, CNJ32110Ligature par suture
Balsam neutreBeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd.
Beijing, CN		G8590Montage histologique en coupe
Pinces ophtalmiquesSolingmed Technology Co., Ltd, Shenzhen, CNSS-5002Placement de la ligature
ParaffineAmin Noori General Trading LLC, Dubaï, AE8012-95-1Incrustation tissulaire
PBSProcell Life Science & Technology Co., Ltd, Wuhan, CNPB180327Irrigation tissulaire
Porphyromonas gingivalisÉquivalent-Induction de l’inflammation
PovidoneiodineChengdu Yong’an Pharmaceutical Co., Ltd, Chengdu, CNH51023539Désinfection
Logiciel de reconnaissanceRecon Technology Ltd, Îles Caïmans, GBVersion 1.7.4.0Reconstruction d’images micro-CT
ÉlastiqueZhejiang Yueyi Rubber Products Co., Ltd, Taizhou, CNVYR43*1.4Traction et fixation de la mâchoire
SD RatsCentre Expérimental des Animaux de l’Université Médicale du Sud-Ouest, Luzhou, CNSCXK(Chuan)2024-0046Interventions chirurgicales
Ciseaux chirurgicaux tranchantsHunan Cofoe Medical Technology Co., Ltd., Changsha, CN1.0806E+13Découpe de filetage
Pinces tissulairesOutils scientifiques fins, Foster City, CA, États-Unis11000-12Traction et fixation de la langue
Implants en titane (& Oslash ; 1,8 & fois ; 3,2 mm)Sichuan Weisida Medical Device Co., Ltd, Sichuan, CNProduit uniqueImplant en titane
Tribromoéthanol (Avertin)Henan Saihou Biotechnology Ltd., Zhengzhou, CN-Anesthésie intrapéritonéale
XylèneSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd, Shanghai, CN10023418Débouchage et décirage des tissus

Références

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