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Le protocole d’étude animale a été approuvé par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de l’Université médicale de Chongqing (IACUC-CQMU-2025-10073).
Préparation de la fraction enrichie en lactone sesquiterpène (SLEL)
Matières médicinales séchées d’Eupatorium lindleyanum DC. ont été pulvérisés et soumis à une extraction par reflux 2x avec 70 % (v/v) d’éthanol sous pression réduite. Chaque extraction a été réalisée avec un ratio solvant/matériau de 10:1 (v/w) pendant 2 heures. Les extraits combinés étaient filtrés, concentrés à pression réduite à ≤60 °C, puis lyophilisés sous vide pour obtenir la poudre d’extrait d’éthanol brut.
L’extrait séché a été entièrement dissous dans de l’eau distillée (concentration finale : 100 mg/mL) et soumis séquentiellement à une chromatographie en résine polyamide, suivie d’une chromatographie à résine d’adsorption macroporeuse D101 pour enrichir les lactones sesquiterpènes. Après avoir atteint l’équilibre d’adsorption, la résine D101 était lavée à l’eau distillée pour éliminer les impuretés polaires, puis éluée avec de l’éthanol anhydre. Après élution par éthanol, la fraction collectée était concentrée à pression réduite et soumise à lyophilisation pour produire la fraction SLEL, stockée à −20 °C jusqu’à utilisation.
La séparation a été réalisée sur une plateforme UPLC utilisant un système de phase mobile binaire composé d’acétonitrile et d’acide formique à 0,1 % (v/v) dans l’eau. Le programme de gradient comprenait une isolation isocratique initiale de 25 minutes à faible teneur organique, une rampe linéaire courte à 70 % d’acétonitrile, une phase à étapes organiques élevées à 90 % d’acétonitrile, et une étape finale d’équilibrage revenant aux conditions initiales. Le système fonctionnait à 0,25 mL·min⁻1 avec une température de colonne de 35 °C et un volume d’injection de 0,1 μL (Figure supplémentaire S1).
Animaux
Un total de 36 rats mâles de Sprague–Dawley (200 ± 20 g) et 36 mâles de souris BALB/c (20 ± 2 g) ont été utilisés dans cette étude. Les animaux étaient hébergés dans des conditions standardisées (22 ± 2 °C, 55 ± 5 % d’humidité, 12 heures de cycle lumière/obscurité) avec un accès libre à la nourriture et à l’eau. Les animaux étaient acclimatés pendant 7 jours avant l’expérimentation et surveillés quotidiennement pour leur santé générale. Toutes les interventions ont été réalisées pour minimiser la souffrance animale, et une anesthésie a été appliquée avant la prélèvement sanguin et le prélèvement des tissus.
Œdème de l’oreille induit par le xylène chez la souris
Le modèle de l’œdème de l’oreille de la souris a été établi comme décrit précédemment9. Après l’acclimatation, les souris ont été réparties aléatoirement en six groupes (n = 6 par groupe) : groupe témoin (CG), modèle (MG), dexaméthasone (DEX, 10 mg/kg), SLEL à faible dose (75 mg/kg), à dose moyenne (150 mg/kg) et à haute dose (300 mg/kg). Tous les traitements étaient administrés par gavage orale une fois par jour pendant 7 jours consécutifs (volume final de dosage : 10 mL/kg). À 1,5 h après l’administration finale, l’inflammation a été induite en appliquant 30 μL de xylène de façon uniforme sur les deux surfaces de l’oreille droite, sauf dans le groupe témoin. Trente minutes plus tard, les souris ont été anesthésiées, des échantillons sanguins prélevés et des poinçons circulaires de 8 mm ont été obtenus à partir de positions anatomiques identiques des deux oreilles.
Œdème des pattes induit par la carrraghéène chez les rats
Le modèle d’œdème de la patte de rat a été établi à l’aide de carragénène comme décrit précédemment10. Les rats ont été répartis au hasard en six groupes (n = 6 par groupe) : CG, MG, DEX (5 mg/kg), SLEL à faible dose (50 mg/kg), à dose moyenne (100 mg/kg) et à haute dose (200 mg/kg). Les traitements étaient administrés par voie orale une fois par jour pendant 7 jours (10 mL/kg). Les volumes de pattes de base ont été mesurés avant le dosage final. Trente minutes après la dernière administration, 0,1 mL de solution de carraghénine à 1 % (p/v) a été injecté sous-cutanée dans la surface plantaire de la patte arrière droite. Les volumes des pattes ont été mesurés à 1, 2, 3 et 4 heures après l’injection à l’aide d’un pléthysmomètre. L’œdème de patte était calculé comme suit :
Œdème des pattes ( %) = (Vt − V0) / V0 × 100 %
Examen histologique
Les tissus de l’oreille et des pattes ont été prélevés immédiatement après les évaluations fonctionnelles. Les tissus ont été fixés dans du formol tampon neutre à 10 % pendant 72 heures à température ambiante, intégrés dans la paraffine, coupés (5 μm) et colorés à H&E selon les protocolesstandards 11.
Dosage immunosorbant lié aux enzymes (ELISA)
Des échantillons séromiques ont été prélevés par centrifugation à 3 000 × g pendant 10 minutes à 4 °C. Les niveaux de TNF-α, IL-6 et IL-1β ont été quantifiés à l’aide de kits ELISA disponibles dans le commerce selon les protocoles standards.
Analyse du western blot
Des extraits protéiques totaux ont été préparés à partir des tissus de l’oreille et des pattes à l’aide d’un tampon de lyse RIPA complété par des inhibiteurs de protéase et de phosphatase. Les concentrations de protéines ont été quantifiées à l’aide d’un test BCA, et des quantités égales de protéines (30 μg par échantillon) ont été résolues par SDS-PAGE et transférées sur les membranes de PVDF. Les membranes ont été bloquées avec 5 % de lait écrémé pendant 1 heure à température ambiante, suivies d’une incubation avec des anticorps primaires à 4 °C pendant la nuit et des anticorps secondaires conjugués à HRP pendant 1 heure à température ambiante. Des bandes immunoréactives ont été détectées grâce à une chimiluminescence améliorée et quantifiées avec le logiciel ImageJ.
PCR quantitative en temps réel (qRT-PCR)
L’ARN total a été isolé des tissus de l’oreille et des pattes à l’aide du réactif d’extraction d’ARN indiqué dans le Tableau des matériaux. Un microgramme d’ARN total a été rétro-transcrit en ADNc à l’aide d’un kit commercial de transcription inversée selon les instructions du fabricant. La PCR quantitative a été réalisée à l’aide de la chimie verte SYBR avec des amorces spécifiques à un gène (Tableau 1) dans un volume de réaction de 10 μL sous un protocole d’amplification en deux étapes. Les conditions détaillées de transcription inverse et les paramètres de cycle PCR sont fournis dans la section Protocole. Les niveaux relatifs de transcripts ont été calculés à l’aide de la méthode 2⁻ΔΔCT , avec le Gapdh utilisé comme gène de référence interne.
Données et analyse statistique
Les données sont exprimées en moyenne ± SD. Les comparaisons statistiques entre deux groupes ont été réalisées à l’aide d’un test t de Student non apparié, tandis qu’une ANOVA unidirectionnelle a été appliquée pour des analyses impliquant plus de deux groupes. La signification statistique a été définie comme p < 0,05. La signification est indiquée par # p < 0,05 et ## p < 0,01 par rapport au groupe témoin (CG), et * p < 0,05 et ** p < 0,01 par rapport au groupe modèle (MG).