$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Cinquante rats mâles Sprague-Dawley sans agents pathogènes spécifiques (FPS) (pesant entre 180 et 200 g) ont été fournis par le Centre provincial de contrôle et de prévention des maladies du Hubei (Académie provinciale de médecine préventive du Hubei) (Wuhan, Chine ; Certificat de licence animale n° SCXK(JB) 2023-0005). Toutes les procédures expérimentales impliquant des animaux ont été menées en stricte conformité avec le Guide des National Institutes of Health for the Care and Use of Laboratory Animals (8e édition, 2011). Le protocole d’étude a été examiné et approuvé par le Comité d’éthique des animaux expérimentaux de Tianjin Genink Biological Technology Co., Ltd. (Approbation n° GENINK-20250074). Les principaux réactifs et équipements utilisés dans cette étude sont listés dans le tableau des matériaux ci-joint.
Culture cellulaire
La lignée cellulaire MH7A de la polyarthrite rhumatoïde humaine (AR) a été cultivée dans le milieu Modified Eagle Medium (DMEM) de Dulbecco, complétée avec un sérum fœtal bovin (FBS) à 10 % (v/v) et maintenue à 37 °C dans un incubateur humidifié avec 5 % de CO₂17.
Animaux et traitements
Les animaux étaient maintenus dans une installation standard sans agents pathogènes spécifiques (SPF) avec un système de cage ventilée individuellement (IVC) dans des conditions environnementales strictement contrôlées : température climatisée de 21,0 à 25,0 °C, humidité relative de 40 à 70 %, photopériode de 12 heures et renouvellement complet de l’air 15 fois par heure. Après une période d’acclimatation de 7 jours, les rats ont été divisés au hasard en six groupes expérimentaux, avec des rats supplémentaires réservés en réserve pour des circonstances imprévues. Un modèle d’arthrite inflammatoire aiguë adjuvante (AA) a été induit par injection sous-cutanée de 100 μL d’adjuvant complet de Freund (CFA ; 10 mg·mL-1) dans la patte postérieuredroite 18. Les groupes expérimentaux ont été conçus comme suit : un groupe témoin blanc, un groupe modèle AA, un groupe témoin positif (méthotrexate, 0,9 mg·kg-1)19, et trois groupes de traitement smirnotine A administrés à des niveaux faibles (0,962 mg·kg-1), moyens (1,923 mg·kg-1) et à haute dose (3,846 mg·kg-1) basés sur la valeur IC₅₀.
Prédiction des cibles de maladies et composés
Sur la base d’un criblage préliminaire d’activité mené par notre groupe de recherche, six composés démontrant une bioactivité favorable ont été sélectionnés pour l’étude : cinq alcaloïdes diterpénoïdes (Figure 3), benzoylaconine (1), 14-benzoyl-8-O-méthylaconine (2), (−)-(A-b)-14α-benzoyloxy-N-éthyl-13β, 15α-dihydroxy-1α,6α,8β,16β,18-pentaméthoxyaconitane (3), smirnotine A (4) et aconitine (5), ainsi qu’un dérivé de coumarine, la scopolétine (6)20. Les notations simplifiées du système d’entrée moléculaire en entrée de lignes (SMILES) de ces composés ont été récupérées dans la base de données PubChem (https://pubchem.ncbi.nlm. nih.gov/) ou générées à l’aide de ChemDraw 18.0. Ces notations ont ensuite été importées dans la base de données SwissTargetPrediction (https://swisstargetprediction.ch/), avec l’espèce spécifiée comme « Homo sapiens ». Les cibles potentielles ont été identifiées en sélectionnant des gènes avec une valeur de probabilité > 0, et les noms de cibles et identifiants UniProt correspondants ont étécollectés 21,22.
Réseaux PPI
Les gènes cibles qui se chevauchent ont été analysés par un réseau d’interaction protéine-protéine (IPP) à l’aide de la base de données STRING (https://string-db.org/)23. Les données résultantes, formatées en TSV, ont ensuite été importées dans Cytoscape 3.9.1 pour une visualisation et une analyse complémentaires. Les paramètres topologiques du réseau étaient calculés à l’aide du plugin Network Analyzer intégré. Dans le réseau visualisé, la taille du nœud et l’intensité de couleur étaient mappées à la valeur de degré, tandis que l’épaisseur des arêtes reflétait la force d’interaction entre les cibles. Les cibles principales ont été identifiées et classées en fonction de leur degréd’association 24.
Analyse d’enrichissement des voies de l’Ontologie des gènes (GO) et de l’Encyclopédie des gènes et génomes de Kyoto (KEGG)
Les cibles communes ont été soumises à la base de données Metascape (https://metascape.org) pour les analyses d’enrichissement des voies GOet KEGG 25. Les résultats fonctionnels ont été visualisés à l’aide de la plateforme bioinformatique WeiShengXin (https://www.bioinformatics.com.cn).
La construction du réseau des « composants actifs médicamenteux-cibles-pathologies »
Les composants actifs et leurs cibles correspondantes ont été systématiquement examinés, suivis d’une analyse d’enrichissement fonctionnel pour identifier les principales voies de signalisation et leurs cibles associées. Ces éléments ont ensuite été intégrés à l’aide de Cytoscape 3.9.1 pour construire un réseau complet « médicaments–composants actifs–maladie–cibles–voies. L’analyse topologique a ensuite été réalisée avec l’outil Network Analyzer , dans lequel les nœuds étaient classés selon des paramètres clés, y compris le degré et l’intermédiaire, afin d’identifier les éléments centraux du réseau.
Amarrage moléculaire de composés clés à des cibles centrales
Les structures tridimensionnelles des protéines cibles centrales, incluant ESR1 (9BQE), PTGS2 (5F19), EGFR (2XKN), GSK3B (5HLN), SRC (5MTJ) et ERBB2 (8U8X), ont été extraites de la base de données des protéines RCSB (http://www.rcsb.org/ ; consultée le 7 mai 2025). Les structures composées ont été construites dans ChemDraw (version 18.0) puis converties en format SDF tridimensionnel à l’aide du module intégré Chem3D. Les résultats du docking moléculaire ont été visualisés avec PyMOL, et les affinités de liaison évaluées selon l’énergie d’interaction (kcal·mol-1)26.
Essai de viabilité cellulaire
Les cellules MH7A en phase de croissance logarithmique ont été ensemencées en plaques de 96 puits à une densité de 5 × 10cellules 3 par puits. À 80 % de confluence, les cellules ont d’abord été traitées avec un lipopolysaccharide (LPS) (1 μg·mL-1) pendant 6 heures, puis exposées à des concentrations variables de smirnotine A (5, 25, 50, 75 et 100 μg·mL-1). Chaque groupe de traitement a été mis en quadruplicate et incubé pendant 24 heures à 37 °C sous 5 % de CO₂. Après l’incubation, 100 μL de solution à 10 % de CCK8 ont été ajoutés à chaque puits, suivis d’une incubation supplémentaire à 37 °C pendant 2 heures. L’absorbance à 450 nm était mesurée à l’aide d’un lecteur de microplaques.
Test ELISA dans les cellules MH7A
Le surnageant a été collecté par centrifugation à 2000 × g pendant 20 minutes à 4 °C. Les niveaux de cytokines inflammatoires, dont IL-6, IL-1β, TNF-α et IL-10, ont été quantifiés dans le surnageant à l’aide de kits ELISA correspondants, strictement selon les instructions du fabricant.
Mesure du degré de gonflement des orteils
Le degré de gonflement de la patte arrière droite a été évalué en mesurant le volume de la patte tous les 3 jours après le modélisation. Les mesures ont été prises deux fois par rat et en moyenne. La réponse inflammatoire a été quantifiée par le pourcentage d’augmentation du volume des pattes par rapport à la ligne de base.

Mesure de l’indice d’orgue
Tous les rats ont été anesthésés et euthanasiés 24 heures après l’administration finale. La méthode humaine reconnue par la communauté vétérinaire internationale est adoptée. Premièrement, une forte concentration (5 %) d’isoflurane est utilisée pour anesthésier profondément l’animal. Une fois qu’il perd connaissance et tous ses réflexes, la poitrine est ouverte et le cœur est découpé, garantissant que l’animal meurt sans douleur et sans aucune sensation. La rate et le thymus ont été rapidement excisés et pesés. Après rinçage avec du sérum physiologique normal, l’excès d’humidité sur les surfaces tissulaires a été éliminé en applaudissant avec du papier filtre, et les poids humides des organes ont étéenregistrés 27,28.

Hématoxyline et éosine (HE)
Pour préserver l’intégrité des échantillons de tissu de patte, toute la portion distale de l’articulation de la cheville droite de chaque rat a été prélevée et stockée. Pour la section, on utilisait le tissu gonflé de la patte. La procédure de prélèvement était la suivante : le tissu situé environ 1 cm au-dessus de l’articulation de la cheville droite a été complètement disséqué, la fourrure a été retirée, et la tige osseuse a été découpée à l’extrémité proximale. L’échantillon a été immédiatement fixé dans une solution de paraformoldéhyde à 10 %. Après fixation, le tissu a été placé dans une solution décalcifiante à 15 % d’EDTA. La décalcification était surveillée tous les 3 jours, et la solution était rafraîchie selon les besoins jusqu’à ce que le tissu s’assouple, indiquant la fin de la décalcification. Le tissu a ensuite été déshydraté par une série d’éthanol graduée (75 % pendant 4 heures, 85 % pendant 2 heures, 90 % pendant 1,5 heure, 95 % pendant 1 heure, et deux changements de 100 % d’éthanol pendant 0,5 heure). Les coupes ont été déparaffinées, réhydratées à l’éthanol, colorées à l’hématoxyline pendant 10 minutes, rincées à l’eau du robinet, différenciées en acide chlorhydrique–éthanol pendant 10 secondes, rincées à l’eau du robinet, bleues, rincées à nouveau, immergées dans 85 % d’éthanol pendant 5 minutes, contre-colorées à l’éosine pendant 5 minutes, rincées à l’eau du robinet pendant 3 secondes, déshydratées, nettoyées, et montées pour observation29.
Dosage ELISA du sérum de rat
Des échantillons sanguins ont été centrifugés à 2000 × g pendant 20 minutes à 4 °C, et le surnageant obtenu a été prélevé pour une analyse des cytokines. Les concentrations d’IL-1β, IL-6 et TNF-α ont été déterminées à l’aide de kits ELISA commerciaux, strictement conformément aux protocoles du fabricant. Une courbe standard a été générée et ajustée à l’aide du logiciel cvxpt32, et les niveaux d’expression de chaque cytokine ont été calculés en interpolant les valeurs d’absorbance dans l’équation correspondante de la courbe standard. Les concentrations finales de protéines ont été calculées à partir des mesures expérimentales réelles.
Analyse quantitative de la réaction en chaîne par polymérase (qPCR)
L’ARN total a été isolé à partir de cellules synoviales à l’aide du réactif TRIzol, la séparation de phase étant obtenue par ajoutde chloroforme 30. Un kit commercial de transcription inversée a alors été utilisé pour synthétiser l’ADNc à partir de l’ARN isolé, en suivant strictement les instructions du fabricant. qRT-PCR a été réalisée à l’aide d’un réactif SYBR Premix. La glycéraldéhyde-3-phosphate déshydrogénase (GAPDH) a été utilisée comme gène de référence endogène, et les niveaux d’expression génique relatifs ont été calculés à l’aide de la méthode 2-ΔΔCt . Les séquences d’amorce suivantes ont été utilisées : GAPDH Forward : ACAGCACAGGGTGTGGAC, et GAPDH Reverse : TTTGAGGGTGCAGCGAACTT ; IL-17A Avant : CTGATGCTGTTGCTGCTACTGA, et IL-17A Marche arrière : TGGAACGGTTGAGGTAGTCTGA ; TRAF6 Avant : ACATTTCCCTCTTTGTCCACACAC, et TRAF6 Retour : TTAGCATCCATGACCTCTTGT ; IL-10 Avant : CTGCAGGACTTTAAGGGTTACTT, et IL-10 Marche arrière : CTTGCTTTTTTCTCACAGGGA ; IL-1β Avant : CCTGTGTGATGAAAGACGGC, et IL-1β Arrière : TATGTCCCGACCATTGCTGT ; IL-6 Avant : GTTGCCTTCTTGGACTGATG, et IL-6 Marche arrière : TACTGGTCTGTTGTGTGGT.
Extraction des protéines et western blotting
Le tissu synovial a été lysé dans un tampon de radioimmunoprécipitation (RIPA) complété par phosphatase/inhibiteurs de protéases, et les concentrations de protéines ont été mesurées à l’aide d’un kit de test à l’acide bicinchoninique (BCA). Pour le Western bloting, les lysats contenant des quantités égales de protéines ont été soumis à l’électrophorèse du gel de sulfate de dodécyle de sodium (polyacrylamide sulfate-polyacrylamide (SDS-PAGE) puis transférés sur des membranes de fluorure de polyvinylidène (PVDF). Après un blocage avec 5 % de lait écrémé dans une solution saline tamponnée à 0,1 % Tween (TBST) pendant 2 heures à 25 °C, les membranes ont été incubées toute la nuit à 4 °C avec des anticorps primaires (GAPDH 1:50000 ; P-PI3K 1:1000 ; PI3K 1:1000 ; P-AKT 1:3000 ; AKT 1:6000). Après un lavage intensif avec TBST, les membranes ont été réagies avec des anticorps secondaires conjugués à la peroxydase de raifort (HRP) (Anti-IgG Mouse 1:10000 ; Anti-lapin IgG 1:1000) pendant 2 heures à température ambiante. Après une nouvelle série de lavages TBST, les bandes protéiques ont été visualisées à l’aide d’un substrat à chimiluminescence améliorée (ECL). Les intensités de bande ont été quantifiées avec le logiciel ImageJ et normalisées en GAPDH comme contrôle de chargement.
Analyse statistique
Toutes les données ont été analysées à l’aide du logiciel Graphpad Prism 9.5 et sont présentées comme la moyenne ±± l’écart-type. Des comparaisons statistiques ont été réalisées en utilisant une ANOVA unidirectionnelle lorsque cela était approprié. Une valeur p inférieure à 0,05 était considérée comme statistiquement significative. Comparé au groupe témoin : *p < 0,05, **p < 0,01, p < 0,001 et p < 0,0001 ; Comparé au groupe Modèle/LPS : #p < 0,05, ##p < 0,01, ###p < 0,001, et ####p < 0,0001.