Ingénierie d’un modèle murin préclinique haute fidélité pour les métastases cérébrales utilisant la technique d’injection pulsatile interverrouillée et la réparation vasculaire microchirurgicale

Résumé

Cette étude établit des modèles murins de haute fidélité de métastases cérébrales via injection intracarotide transitoire de cellules tumorales à l’aide d’injection pulsatile Interlock et de réparation microchirurgicale. Il préserve le flux sanguin cérébral, prévient l’obstruction de l’artère carotide commune et offre des modèles précliniques supérieurs avec une amélioration des taux de métastases tumorales et une mortalité réduite.

Résumé

La métastase cérébrale reste un problème clinique dévastateur. Un défi majeur dans la recherche sur les métastases cérébrales est l’absence de modèles de haute qualité qui récapitulent avec précision le processus métastatique, permettant ainsi des perspectives mécanistes sur la colonisation des cellules cancéreuses dans le cerveau. Les modèles traditionnels d’injection intracarotide de métastases cérébrales nécessitent souvent une ligature permanente de l’artère carotide commune (ACC), ce qui modifie l’hémodynamique cérébrale et compromet l’intégrité de la barrière hémato-encéphalique (BBB). Le protocole présente une méthode affinée pour établir un modèle murin haute fidélité de la métastase cérébrale. L’innovation principale concerne la technique d’injection pulsatile interlock (IPI) pour la délivrance des cellules tumorales, suivie d’une reconstruction artérielle microchirurgicale au site de ponction pour rétablir le flux sanguin physiologique dans la CCA. Comparé au modèle conventionnel de ligature CCA, l’approche IPI–microchirurgie de réparation a significativement réduit la mortalité périopératoire (2,86 % contre 25,71 %) et augmenté le taux d’établissement de métastases cérébrales (94,12 % contre 65,38 %). La technique IPI utilise une configuration de seringue en tandem pour minimiser la régurgitation cellulaire lors de l’injection intracarotide. Après l’infusion des cellules tumorales, la CCA est méticuleusement réparée à l’aide de sutures microchirurgicales sous stéréomicroscope, évitant ainsi une occlusion permanente. Cela préserve l’hémodynamique cérébrale native et l’intégrité du BBB au moment de l’entrée des cellules tumorales, tout en améliorant significativement les taux de réussite chirurgicale et en réduisant la mortalité. Les lésions intracrâniennes métastatiques sont validées par imagerie bioluminescente en série et histopathologie. La méthode offre une plateforme supérieure pour étudier la physiopathologie des métastases cérébrales et pour l’évaluation thérapeutique préclinique, récapitulant ainsi le processus métastatique.

Introduction

Les métastases cérébrales représentent le type le plus courant de tumeur cérébrale maligne chez l’adulte, survenant environ dix fois plus fréquemment que les tumeurs cérébrales^{primaires 1}. On estime que 10 % à 20 % des patients atteints de cancer systémique développeront des métastases cérébrales aux stades avancés de leur maladie, ce qui constitue une cause majeure de^{mortalité 1,2}. Malgré des avancées significatives dans le traitement des cancers primaires, le pronostic pour les patients atteints de métastases cérébrales reste faible. Le taux de survie sur un an des patients atteints de métastases cérébrales est inférieur à 20 ^%3. Le mécanisme expliquant pourquoi et comment certains cancers métastasent vers le cerveau reste inconnu. Le défi thérapeutique est aggravé par la biologie unique des métastases cérébrales, incluant la présence du BBB, le microenvironnement immunitaire cérébral distinct, et les interactions complexes des cellules tumorales avec les cellules^{neurogliales 4,5}.

La recherche pharmacodynamique et la recherche sur la pathogenèse sur la métastase cérébrale reposent fortement sur des modèles animaux précliniques précis qui récapitulent avec exactitude le processus pathologique humain. Les modèles animaux actuels de métastases cérébrales, bien que largement utilisés, reposent principalement sur l’implantation orthotopique intracrânienne, l’injection intraveineuse ou veineuse de la queue, l’injection intracardiaque ou l’injection intracarotide 6,7,8,9,10. Cependant, ces modèles reflètent de manière imparfaite la progression de la maladie humaine, échouant souvent à capturer des étapes clés telles que l’extravasation des cellules tumorales à travers un BBB intact dans des conditions de flux physiologique¹¹. Les injections intraveineuses et intracardiaques entraînent une faible efficacité de formation tumorale spécifique au cerveau et conduisent souvent à des métastases extracrâniennes étendues, entraînant une mort prématurée des animaux avant le développement d’importantes métastases^{cérébrales 12}. La méthode traditionnelle d’injection intracarotide augmente les taux de formation de tumeurs intracrâniennes mais nécessite une ligature permanente de la CCA. En modifiant l’hémodynamique cérébrale, cette ligature peut induire une ischémie dans les régions ipsilatérales du cerveau et altuer les flux sanguins physiologiques nécessaires à la délivrance des cellules tumorales, affectant ainsi leur répartition spatiale et leur niche de colonisation au sein du^{cerveau 13,14}.

Des modèles animaux de haute qualité capables d’imiter plus fidèlement la physiopathologie des métastases cérébrales sont^{essentiels 15}. Un modèle idéal de métastases cérébrales devrait reproduire l’ensemble de la cascade métastatique, incluant le rapprochement des cellules tumorales vers la vascularisation cérébrale, l’extravasation à travers la barrière hémato-encéphalique (BBB), et les interactions dynamiques avec le microenvironnement^{cérébral 16}. La haute fidélité des modèles est essentielle tant pour les études mécanistiques que pour l’évaluation^{thérapeutique 6}. Cependant, les modèles existants d’injection intracarotide ne reproduisent pas entièrement les principales affections physiologiques, en particulier la préservation du flux sanguin cérébral normal et la distribution naturelle des cellules tumorales circulantes.

Pour surmonter les limites des modèles précliniques existants de métastases cérébrales, un modèle animal de haute fidélité qui récapitule plus précisément la cascade métastatique a été développé, basé sur la technique IPI et la réparation artérielle microchirurgicale. Cette méthode consiste en une occlusion artérielle transitoire après injection de cellules tumorales, suivie d’une réparation méticuleuse du site de ponction artérielle afin de rétablir le flux sanguin physiologique vers la CCA ipsilatérale. Cette approche améliore non seulement la cohérence et les taux de réussite des modèles, mais aussi, surtout, préserve le BBB en maintenant l’hémodynamique cérébrale native. En minimisant la perturbation du flux sanguin cérébral, le modèle modifié d’injection intracarotide offre une plateforme de haute fidélité qui reproduit plus fidèlement le processus naturel de colonisation métastatique cérébrale, offrant ainsi un outil amélioré pour étudier les mécanismes de métastase cérébrale et évaluer les traitements potentiels.

Protocole

Toutes les expériences animales ont été approuvées par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’Institut de biophysique de l’Académie chinoise des sciences (numéro d’approbation : SYXK2021124). Les animaux atteignant des objectifs prédéfinis ont été euthanasiés conformément aux Lignes directrices pour l’euthanasie des animaux du Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’Institut de biophysique de l’Académie chinoise des sciences, ainsi que des Lignes directrices de l’AVMA pour l’euthanasie des animaux (2020⁾¹⁷.

1. Préparation de la suspension à cellule unique

1. Culture de cellules B16F10 et 4T1 dans un milieu complet RPMI-1640, complétée avec 10 % de sérum bovin fœtal (FBS) et 1 % de pénicilline-streptomycine.
2. Maintenir les cellules à 37 °C dans un incubateur humidifié avec 5 % de CO₂.
3. Confirmez l’expression de la luciférase et vérifiez l’absence de contamination par mycoplasme un jour avant la chirurgie.
4. Le jour de l’opération, prélever les cellules lorsqu’elles atteignent 80 % de confluence en les lavant d’abord avec du sérum physiologique tamponné phosphate (PBS) avant la trypsinisation (0,25 %) pendant moins de 3 minutes à 37 °C.
5. Ajoutez 10 % de milieu RPMI-1640 contenant FBS dans les cellules pour réduire la trypsine à 0,25 %.
6. Centrifugez les cellules à 300 × g pendant 3 minutes. Lavez les cellules deux fois dans le PBS pour retirer le sérum résiduel, puis comptez-les avec un hémocytomètre.
7. Utilisez le test d’exclusion Trypan bleu pour confirmer que la viabilité cellulaire reste à 90 % à 95 % pendant l’injection.
8. Resuspendez les cellules dans le PBS à 2 × 10⁶ cellules/mL. Gardez les cellules sur glace jusqu’à l’injection.
   REMARQUE : Des cellules B16F10 et 4T1 marquées par luciférase peuvent être utilisées. B16F10 est présenté comme exemple représentatif.

2. Préparation des souris et préparation périopératoire

1. Utilisez des souris mâles C57BL/6 de 7 à 8 semaines.
2. Placez une bouillotte sous la plaque chirurgicale pour éviter l’hypothermie. Allumez la bouillotte 30 minutes avant l’opération.
3. Stériliser tous les instruments chirurgicaux, la plaque chirurgicale et la cage d’hébergement avec un autoclave. Désinfectez le stéréomicroscope et la table chirurgicale avec 75 % d’éthanol.
4. D’autres articles qui ne peuvent pas être stérilisés par autoclavage doivent être désinfectés à l’aide d’irradiation UV et d’éthanol à 75 % (Figure 1A).
5. Peser la souris avant l’anesthésiation et noter le poids préopératoire comme référence.
6. Ajoutez 10 g de tribromoéthanol dans un tube centrifugeuse, puis ajoutez 10 mL d’alcool amylique tertiaire. Secouez le tube jusqu’à ce que le tribromoéthanol soit complètement dissous.
   REMARQUE : Le tribromoéthanol peut provoquer des effets indésirables, notamment la mortalité ; Surveillez attentivement la profondeur de l’anesthésie.
7. Filtrez la solution à travers un filtre de 0,22 μm pour préparer une solution 100 % de stock.
8. Diluez la solution 100 % d’origine avec 0,9 % de NaCl de solution saline ou diluant pour obtenir une solution de travail à 2,5 % (dilution 1:40). L’efficacité de chaque solution de travail fraîchement préparée doit être testée pour l’anesthésie chez la souris.
9. Anesthésiez les souris par injection intraperitonéale (i.p.) de tribromoéthanol à 2,5 % à 0,2 mL/10 g de poids corporel. Lorsque nécessaire, prolongez l’anesthésie en administrant une dose supplémentaire à un tiers du volume anesthésique initial (Figure 1B).
   REMARQUE : Ajustez la dose d’anesthésie en fonction du poids corporel et surveillez continuellement la respiration.
10. Assurez-vous que la souris est complètement anesthésiée en appliquant un stimulus léger (par exemple, une pincée de l’orteil) et en observant qu’aucune réponse motrice n’est prise.
11. Raser le poil dans la région du cou et faire une marque de coupe de l’orteil après anesthésie.
12. Appliquez une pommade pour les yeux afin de protéger les yeux de la sécheresse.
13. Placez la souris sur une plaque chirurgicale et fixez les 4 membres et les incisives supérieures avec un ruban adhésif (Figure 1C).
14. Surveillez la profondeur de l’anesthésie en évaluant la fréquence respiratoire et le réflexe pincé afin de vous assurer que les souris restent indolores et immobiles pendant la procédure.
15. Les animaux sont assignés au hasard aux groupes expérimentaux, et une analyse d’imagerie a été réalisée par des chercheurs aveugles à l’allocation des groupes.

3. Procédures chirurgicales standard de la technique IPI et réparation microchirurgicale

1. Désinfectez la région du cou par une solution de povidone-iode et laissez la peau sécher complètement avant de procéder (Figure 1D).
2. Drapez la souris de façon aseptique à l’aide d’un drape chirurgical stérile, en exposant uniquement la région du cou (Figure 1E).
3. Réaliser une incision cervicale médiane d’environ 0,8 à 1 cm de long à l’aide de ciseaux chirurgicaux stériles, avec des pinces fines pour la rétraction tissulaire (Figure 2A).
4. Effectuer une dissection contondante du fascia superficiel et des muscles sous-jacents à l’aide de pinces à angle fin pour exposer la gaine carotide droite (Figure 2B1, Figure 2C1).
5. Isoler l’artère carotide externe droite (ECA) de la gaine carotide et ligater l’ECA droite pour éviter la fuite cellulaire dans les branches extracrâniennes (Figure 2B2, Figure 2C2).
6. Isolez soigneusement le CCA droit dans la gaine carotidienne, préservant le nerf vague situé latéralement et sous le vaisseau (Figure 2C1).
7. Placez un petit morceau de gant en caoutchouc et une boule de coton humidifiée au sérum physiologique sous le CCA droit isolé comme oreiller pour élever et stabiliser le vaisseau.
   REMARQUE : L’élévation du CCA stabilise le vaisseau et facilite une ponction et une injection précises. (Figure 2B4, Figure 2C4).
8. Placez deux nœuds non serrés avec des boucles ouvertes sur le CCA distal et proximal du coton, puis nouez le nœud proximal (Figure 2B3, Figure 2C3).
9. Appliquez une pince microvasculaire sur le CCA près du nœud distal non serré pour bloquer temporairement le flux sanguin du CCA (Figure 2B4, Figure2C 4).
10. Implantation de cellules cancéreuses
    1. Perforation d’interverrouillage
       1. Percer le segment surélevé du CCA droit à l’aide d’une aiguille 32G avec le biseau orienté vers le haut.
       2. Retirez la seringue initiale tout en maintenant le site de la perforation.
       3. Mélangez la suspension de cellules cancéreuses en vortex et aspirez 100 μL dans la seringue de microlitre, afin de ne pas aspirer de bulles d’air.
       4. Insérez la pointe de l’aiguille de la seringue de microlitre dans le site de ponction créé à l’étape 3.10.1.1 et maintenez-la de façon stable sans initier l’injection afin d’assurer un positionnement stable avant la délivrance des cellules (Figure 2B, Figure 2C5, Figure supplémentaire 1).
          REMARQUE : Utilisez une seringue de 32G pour la ponction et une seringue de microlitre pour l’injection afin d’assurer un positionnement stable et une administration contrôlée. La Figure supplémentaire 1 montre les paramètres des deux seringues. Le diamètre extérieur de la seringue 32G est de 0,22 mm, tandis que l’aiguille de la seringue en microlitre mesure 0,26 mm, facilitant une insertion sécurisée et une injection contrôlée.
    2. Injection pulsatile (Figure 2C5)
       1. Retirez la pince microvasculaire appliquée à l’étape 3.9.
       2. Commencez l’injection de la suspension des cellules tumorales dans l’ACI via la seringue de microlitre.
       3. Administrez la suspension par un mouvement d’injection pulsatile, en avançant doucement le plongeur de la seringue en petites impulsions plutôt qu’en pression continue.
       4. Administrer la suspension selon l’un des critères suivants : le critère du cycle cardiaque, injection de ~1 μL de suspension cellulaire tous les 8 cycles cardiaques guidés par un flux sanguin pulsatile rétrograde à l’artère carotide interne distale ; ou le critère du débit d’injection, injectant ~1 μL/s tout en veillant à ce que le débit ne dépasse pas 60 μL/min.
       5. Surveillez le vaisseau pendant l’injection. La délivrance réussie est indiquée lorsque le vaisseau rouge devient temporairement transparent à mesure que la suspension traverse la lumière, sans extravasement visible autour du site de perforation.
       6. Après avoir terminé l’injection, retirez prudemment la seringue en microlitre.
       7. Serrez immédiatement le nœud distal de manière contrôlée pour sceller le vaisseau et minimiser la régurgitation (Figure 2B6, Figure 2C6).
          REMARQUE : L’injection pulsatile réduit la surperfusion et minimise le risque d’élévation de la pression intracrânienne.
11. Réparation microchirurgicale (Figure 2B6, Figure 2C6)
    1. Utilisez une suture microchirurgicale en nylon 10-0 pour fermer le site de la ponction de manière étanche, en positionnant les points d’entrée et de sortie de l’aiguille immédiatement adjacents à la marge du défaut afin de minimiser les fuites vasculaires et de préserver la permanence luminale.
    2. Faites passer l’aiguille de suture microchirurgicale à travers le trou de perforation dans la paroi du vaisseau sous forte grossissement et laissez la suture temporairement détachée.
    3. Rince le champ chirurgical avec une solution physiologique héparinée.
    4. Fixez la suture avec deux à trois nœuds carrés.
    5. Taillez les extrémités libres de la suture à environ 1–2 mm pour éviter le desserrement tout en minimisant la charge de corps étranger.
       REMARQUE : Les procédures chirurgicales standard de la technique IPI et la réparation microchirurgicale sont décrites dans la Vidéo Supplémentaire 1.

4. Restauration du flux sanguin du CCA

1. Desserrez progressivement le nœud proximal.
2. Rince la lumière pour éliminer tout caillot microscopique potentiel. Placez une boule de coton sèche dans le champ opératoire pour surveiller les saignements excessifs.
3. Une fois qu’aucun effondrement actif du site de ponction n’est confirmé, desserrer prudemment le nœud distal pour rétablir le flux sanguin carotidien (Figure 2B7, Figure 2C7).

5. Confirmer la réparation réussie

1. Restauration de la pulsation
   1. Observez la CCA pour des pulsations robustes, indiquant une réperfusion réussie.
2. Vérifier la breveté et l’intégrité du navire
   1. Inspectez le site de réparation pour s’assurer qu’il est exempt de sténose et que la lumière reste transparente et continue avec le segment proximal du vaisseau.

6. Irrigation et fermeture par plaie

1. Irriguez soigneusement le champ chirurgical avec une solution saline normale non héparinée pour éliminer les débris et les caillots sanguins.
2. Fermez l’incision cutanée à l’aide d’une suture continue.
   REMARQUE : Maintenez un champ chirurgical humide et effectuez toutes les manipulations en douceur pour minimiser les lésions tissulaires.

7. Soins postopératoires

1. Soutien liquide : administrer 0,5 à 1 mL de solution sérile stérile tiède par voie sous-cutanée immédiatement après l’intervention pour compenser la perte de liquide périopératoire.
2. Prophylaxie de l’infection : Si la durée opératoire dépasse 40 minutes, administrez de l’enrofloxacine (5 mg/kg, une fois par jour) pendant 3 jours consécutifs. Les antibiotiques ne sont pas nécessaires si la procédure dure moins de 40 minutes.
3. Nutrition et hydratation : Fournissez de l’hydrogel ou des aliments ramollis pendant au moins une semaine après l’opération afin d’assurer une hydratation et une nutrition adéquates.
4. Surveillance quotidienne : Effectuez des évaluations de santé quotidiennes, en observant les comportements de cercle, les déficits neurologiques, les infections de plaies et la perte de poids.
5. Évolution postopératoire attendue : Au cours des 48 premières heures, les souris peuvent présenter une activité réduite, une légère piloérection et une perte de poids jusqu’à 15 % du seuil de base préopératoire, suivie d’une récupération progressive.
6. Analgésie : Administrez du méloxicam (5 mg/kg, par voie sous-cutanée) une fois par jour pendant 2 à 3 jours pour soulager la douleur et favoriser la récupération.

8. Critères d’évaluation pour l’établissement réussi de modèles animaux

1. Surveillance du poids corporel
   1. Peser les souris quotidiennement et noter le poids corporel.
2. Évaluation clinique
   1. Évaluez quotidiennement les signes cliniques, y compris la posture et le comportement en cercle.
3. Imagerie par bioluminescence
   1. Allumez les interrupteurs d’alimentation de l’appareil d’imagerie et de l’ordinateur.
   2. Lancez le logiciel d’analyse d’imagerie par bioluminescence (version 4.7.2) et cliquez sur « Initialiser » pour initialiser le système d’imagerie par bioluminescence.
   3. Lors de l’initialisation, le voyant de température sur le panneau de contrôle du système d’imagerie apparaîtra en rouge. Effectuez l’imagerie uniquement après que le voyant de température est devenu vert.
   4. Retenir nourriture et eau aux souris pendant 6 heures avant l’imagerie afin d’éviter l’aspiration pendant l’anesthésie.
   5. Préparez le substrat d’imagerie à une concentration de 10 mg/mL, protégé de la lumière tout au long de la procédure. Calculez le volume d’injection à 10 μL/g de poids corporel.
   6. Immobilisez la souris pour l’imagerie. Nettoyez le site d’injection dans le bas gauche de l’abdomen avec 75 % d’alcool médical.
   7. Utilisez un coton-tige pour stimuler doucement la paroi abdominale au niveau de l’injection afin de minimiser le risque que l’aiguille pénètre dans l’intestin.
   8. Après avoir perforé la paroi abdominale, aspirez doucement pour confirmer l’absence de sang, puis injectez lentement le substrat d’imagerie in vivo .
   9. À 4 minutes 30 secondes après l’injection du substrat, transférez la souris dans une chambre d’induction anesthésique.
   10. Induire l’anesthésie avec de l’isoflurane à 3 %. Une fois les réflexes de redressement et de pincement perdus, réduisez la concentration d’isoflurane à 2 % pour l’entretien.
   11. Placez la souris anesthésiée dans la chambre d’imagerie, en veillant à ce que le cône du nez couvre entièrement la bouche et le nez. Fermez solidement la porte de la chambre d’imagerie.
   12. Dans le panneau de contrôle du système d’imagerie, sélectionnez « Luminescent » comme mode d’imagerie. Réglez manuellement le temps d’exposition à 60 secondes. Sélectionnez « Photographie », « Superposition » et « Grille d’alignement ».
   13. Réglez le champ de vision sur D pour imager trois souris. Ajustez la hauteur d’imagerie à 1,5 cm. Sélectionnez « Block » pour le filtre d’excitation et « Open » pour le filtre d’émission.
   14. Dix minutes après l’injection du substrat, cliquez sur « Acquérir » pour capturer l’image.
   15. Après l’acquisition d’image, allez dans la palette d’outils et sélectionnez « ROI Tools ». Utilisez l’outil « Cercle » pour délimiter la région d’intérêt (ROI), puis cliquez sur « Mesurer les ROI » pour obtenir des données quantitatives.
4. Analyse histologique
   1. Prélever les tissus cérébraux au point final expérimental et les soumettre à une analyse histologique.
   2. Identifier et confirmer les lésions métastatiques par coloration par hématoxyline et éosine (H&E).

9. Objectifs humains

1. Pour garantir le bien-être animal et le respect des normes éthiques, des critères humains prédéfinis ont été établis comme critères pour l’euthanasie immédiate.
2. Les souris sont euthanasiées par inhalation de dioxyde de carbone (CO₂), suivie d’une luxation cervicale comme méthode physique secondaire pour confirmer la mort.
3. Une euthanasie immédiate doit être pratiquée si l’une des conditions suivantes survient.
   1. Déficits neurologiques
      1. Dysfonctionnement moteur : ataxie (démarche instable, balancement), circulation, paralysie, hémiparésie ou tremblements.
      2. Altérations comportementales ou de conscience : léthargie, stupeur ou coma.
      3. Signes d’augmentation de la pression intracrânienne : posture anormale (par exemple, dos voûté indiquant une détresse) ou inclinaison de la tête.
      4. Crises : convulsions généralisées ou focales.
   2. Modifications du poids corporel et des fonctions physiologiques
      1. Perte de poids corporelle supérieure à 20 % ou incapacité à manger ou boire de manière autonome due à une charge tumorale ou à une faiblesse sévère.
      2. Dyspnée (halètement ou halètement) ou incontinence urinaire/fécale.
   3. Statut tumoral
      1. Interrompez immédiatement l’expérience si une ulcère, une infection ou une nécrose associée à la tumeur est détectée.
   4. Charge tumorale maximale tolérée
      1. Les souris subissent des images par bioluminescence deux fois par semaine.
      2. Une fois que le signal de la tumeur intracrânienne entre dans une phase de croissance exponentielle (par exemple, le double entre deux séances d’imagerie consécutives), la surveillance neurologique est portée à deux fois par jour.
      3. L’euthanasie a été réalisée immédiatement au début de l’ataxie ou des crises, quel que soit le signal de bioluminescence.

Résultats

Imagerie bioluminescente et analyse quantitative
Suivant le protocole chirurgical standardisé, le modèle murin optimisé de métastase cérébrale a démontré des signaux bioluminescents intracrâniens stables lors d’imagerie in vivo en série postopératoire. L’imagerie bioluminescente in vivo continue (Figure 3A) et l’analyse quantitative (Figure 3B) sur 4 semaines après l’inoculation intracarotid...

Discussion

Des modèles précliniques robustes qui récapitulent avec précision les métastases cérébrales sont essentiels pour élucider les mécanismes physiopathologiques et évaluer l’efficacité thérapeutique. Le modèle traditionnel d’injection intracarotide nécessite une ligature de l’artère carotide commune (ACC), qui modifie le flux sanguin cérébral de manière non physiologique, pouvant entraîner une lésion ischémique ipsilatérale et perturber la barrière hémato-encéphalique (BBB^)...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
10-0 microsurgical suture with needle	Lingqiao	2650798	Microsurgical suture for repair of the common carotid artery puncture site
100 µL microliter syringe	Bolige Tools	100UL	Microliter syringe for tumor cell delivery during interlock pulsatile injection
100 µL pipette	Eppendorf	3123-000250	Pipette for saline irrigation of the surgical field
32G 1 mL insulin syringe	Kindly	YY0497	Insulin syringe used to create the initial arterial puncture site
4-0 silk suture	Ethicon	W501	Suture material for closure of the skin incision
4T1 breast cancer cell line	Obtained from Laboratory Shengdian Wang, Institute of Biophysics, Chinese Academy of Sciences	CRL-2539	Tumor cell line used for intracarotid brain metastasis modeling
75% Ethanol	Annjet	Q/371402AAJ008	Disinfectant for cleaning the injection site
7–8-week-old male C57BL/6J mice	Charles River Laboratories	1.10011E+17	Experimental animals used for the B16F10 brain metastasis model
8-week-old female BALB/c mice	Charles River Laboratories	1.10011E+17	Experimental animals used for the 4T1 brain metastasis model
Angled-tip forceps	Kewo Tools	—	Microsurgical forceps for tissue dissection and vessel manipulation
B16F10 melanoma cell line	Obtained from Laboratory Shengdian Wang, Institute of Biophysics, Chinese Academy of Sciences	CRL-6475	Melanoma cell line used for intracarotid brain metastasis modeling
Bioluminescence imaging analysis software	Living Image (version 4.7.2)	—	Software for analysis of bioluminescence imaging data
DMEM	Xigong Bio Tech	M1805	Cell culture medium for tumor cell maintenance
Enrofloxacin (antibiotic)	MCE	HY-B0502	Antibiotic used for postoperative infection prophylaxis
Eosin Y solution	Beyotime	E301879	Histological staining reagent for eosin staining
Eye ointment	Baiyunshan	H44023089	Ophthalmic ointment for protection of the eyes during anesthesia
Fetal bovine serum (FBS)	Pan Sera Tech	ST30-3302	Serum supplement for cell culture medium
GraphPad Prism	Version 4.7.2	—	Statistical analysis software for survival curves and quantitative data analysis
Hematoxylin solution	Beyotime	C0105S	Histological staining reagent for hematoxylin staining
Isoflurane	H.F.Q. Biotechnology	101357015	Inhalation anesthetic used during imaging procedures
IVIS Spectrum in vivo imaging system	Lumina Series III	—	Imaging system for in vivo bioluminescence imaging
Meloxicam (analgesic)	Qilu Animal Health	150252467	Non-steroidal anti-inflammatory drug used for postoperative analgesia
Microsurgical scissors	Kewo Tools	—	Microsurgical scissors for tissue dissection
Mini vessel clip	Zheyong Tools	200521	Microvascular clip for temporary occlusion of the common carotid artery
Needle holder	Jiangxin Tools	1420 20Cr13	Surgical instrument for handling microsurgical sutures
Paraformaldehyde (4%)	Zhongsheng Wanda Tech	20240411	Fixative for brain tissue preservation prior to histological analysis
Penicillin	Gibco	1758-9324	Antibiotic for cell culture
Povidone-iodine solution	Sihuanpai	Q/PGSHW0009	Antiseptic solution for surgical skin disinfection
RPMI-1640 medium	Xigong Bio Tech	12-115F	Cell culture medium for tumor cell growth
Scilogex mixers	Scilogex	MX-S	Vortex mixer for homogenizing tumor cell suspensions
Steam indicator tape	3M-Comply	1322-24MM	Sterilization indicator for autoclaved surgical instruments
Stereomicroscope	Olympus	SZ61	Microscope used for visualization during microsurgical procedures
Zeiss Stemi 508 stereomicroscope	Zeiss	Stemi 508	Stereomicroscope used for high-magnification surgical visualization
Sterile saline (0.9%)	Kelun	25M14D07	Sterile irrigation solution used to maintain moisture of the surgical field
Streptomycin	Gibco	1758-9319	Antibiotic for cell culture
Surgical drape	Dafang	001-2016	Sterile drape used to isolate the surgical field
Surgical gloves	Ansell Medi-grip	210-64005	Sterile gloves used during surgical procedures
Tribromoethanol	Sigma-Aldrich	MKBH0634V	Injectable anesthetic for surgical procedures
Ultrasound Doppler	Mindray S7 SCI	—	High-resolution ultrasound system for assessment of carotid artery blood flow