Technique aseptique en sciences de l'environnement

Aseptic Technique in Environmental Science

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Environmental Microbiology

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Aseptic Technique in Environmental Science

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10:48 min

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February 23, 2015

Overview

Source : Laboratoires du Dr Ian poivre et Dr Charles Gerba – Université de l’Arizona
Démonstration d’auteur : Luisa Ikner

Une technique aseptique est une compétence fondamentale largement pratiquée dans le domaine de la microbiologie environnementale qui nécessite un équilibre de pleine conscience et la pratique en laboratoire. Bonne utilisation de cette technique réduit le risque de contamination bactérienne ou fongique des réactifs, milieux de culture et les échantillons environnementaux. Une technique aseptique est également essentielle d’assurer l’intégrité des données et maintenir la pureté des bibliothèques de culture qui peut être composé de très rares et difficiles à souches. Sources de contamination dans l’environnement de laboratoire comprennent les micro-organismes aéroportés (y compris ceux adhérant à la poussière et les peluches de particules), les microbes présent sur l’espace de travail laboratoire banc ou sur verrerie non stérilisé ou équipement et microbes transféré depuis le corps et les cheveux du chercheur. L’utilisation d’une technique aseptique est également une mesure de sécurité qui abaisse le potentiel pour la transmission des micro-organismes pour les chercheurs, qui est particulièrement important lorsque vous travaillez avec des agents pathogènes.

Principles

À l’aide de techniques aseptiques vise à créer et maintenir un environnement de travail stérile, matériel et réactifs, afin de minimiser la contamination des échantillons biologiques. Pour ce faire, l’espace de travail et certains outils peuvent être désinfectés avec des produits chimiques tels que l’éthanol à 70 % et diluer l’eau de Javel. Il est également important pour le chercheur d’enfiler l’équipement de protection individuelle (EPI) comme une blouse, des gants, et lunettes de sécurité.

Milieux et réactifs peuvent être stérilisés à l’aide d’appareils de stérilisation de filtre qui emploient des filtres 0,22 µm qui éliminent efficacement la plupart des micro-organismes comme les bactéries. Par ailleurs, beaucoup de réactifs et d’équipements aussi sont stérilisables en vif. Par exemple, microbes sur ou dans les milieux liquides, verrerie et outils peuvent être tués par la chaleur à l’autoclave, qui est une chambre qui stérilise le contenu par l’exposition à la vapeur sous pression haute température. En outre, certains outils peuvent être à l’aide d’une source de flamme, comme un bec Bunsen appertisé.

L’utilisation d’une source de flamme est également une des façons plus courantes d’établir un environnement de travail aseptique. La chaleur de la flamme provoque la convection de l’air, générant un courant ascendant qui soulève tous les contaminants aéroportés l’Ecart du brûleur et la création d’un « champ stérile » où mener des travaux expérimentaux aseptique.

Procedure

1. préparation pour travail aseptique

Obtenir et d’appliquer les articles suivants de la PPE : blouse, des gants en latex ou nitrile (exempts de déchirures ou trous) et des lunettes de sécurité (Figure 1). Pour la sécurité en cas d’utilisation d’une flamme nue, attacher les cheveux long.

Figure 1 : EPI : une blouse de laboratoire, gants en latex et des lunettes de sécurité.
Un deuxième aspect important d’une technique aseptique est l’autoclavage et le stockage des médias et les réactifs à utiliser dans le laboratoire. Préparer le bouillon liquide de culture (p. ex., bouillon trypticase soja) et axée sur la gélose médias (p. ex., R2A) par pesée la quantité appropriée de poudre séchée base, qui est ajoutée à la quantité appropriée d’eau déionisée.
Pour le bouillon de culture, dissoudre la poudre sur une plaque chauffante avec faible chaleur appliquée et diluer le liquide soit en volumes de 100 mL dans des fioles de verre bouchon vissé, ou en volumes de 10 mL dans des éprouvettes de verre bouchon vissé. À l’aide d’une barre magnétique remuer, remuer le milieu d’agarose sur l’agitateur de plaque chauffante jusqu’à ce que la poudre soit complètement dissoute.
Appliquer le Ruban autoclave pour les conteneurs et stériliser les médias selon les instructions du fabricant (p. ex., 20 min à 121 ° C) (Figures 2 et 3). Notez que la couleur des rayures sur le Ruban autoclave doit changer du blanc (autoclave avant) au noir (autoclave après). Bien que le changement de couleur indique généralement que la stérilisation a réussi, stérilité vérifie à l’aide de kits de bande de spores peut être effectuée pour vérifier le processus d’autoclavage.

Figure 2 : Ruban Autoclave appliqué au matériel.

Figure 3 : Note du changement de couleur des bandes sur ruban autoclave du blanc (autoclave avant) au noir (après autoclavage).
Cool les bouillons liquides à température ambiante et ensuite stocker à température ambiante ou au réfrigérateur à 4 ° C.
Refroidir le milieu d’agarose en plaçant le récipient dans un bain d’eau réglé à ~ 50 ° C. Une fois refroidis, les médias peuvent être versés dans des plats de Pétri stérile. Laisser le milieu à refroidir et se solidifier, puis consolider à stocker sous températures spécifiées par le fabricant.
Il existe plusieurs variétés de milieux de culture qui ne peuvent être stérilisés à l’autoclave, car les températures élevées dégradent ingrédients essentiels. Stérilisation ceux-ci nécessitent filtre-stérilisation à l’aide d’un système de filtration sous vide utilisant un filtre de 0,22 µm, suivi par un stockage à la température appropriée.
Avant d’exécuter des travaux sur la paillasse, désinfecter la surface à l’aide d’une solution appropriée (p. ex., eau de Javel 500 ppm). Cela réduit le risque de transfert des contaminants de la surface de travail pour les cultures et milieux stériles.
Pour établir un champ stérile, allumer un bec Bunsen. Le type de flamme mieux adapté pour stérilisation métal öses est une flamme bleue intense, avec un cône bleu définitif observé au milieu (Figure 4).

Figure 4 : Isoler les transfert de bactéries d’un Pétri affichant la croissance d’une culture à une autre plaque non inoculée de Petri contenant un milieu de croissance axée sur la gélose.
Lentement, passer la boucle inoculer dans la partie la plus chaude de la flamme (pointe du cône bleu). La boucle doit devenir rouge chaud aux fins de stérilisation.

2. bactériennes transferts : De Pétri de Pétri

Un scénario de transfert de bactéries provient un Pétri affichant la croissance d’une souche à l’autre, stérile Pétri cultivée contenant un milieu de croissance axée sur la gélose.
Pour commencer, ouvrez légèrement la plaque de Petri contenant la culture bactérienne pure et Tapotez doucement la boucle inoculer chaude, stérilisée à la surface de la gélose.
Récupérer une colonie isolée de la surface de la plaque à l’aide de la boucle inoculer refroidie et ferme la Pétri.
Effectuer une strie d’isolement à l’aide d’un frais de Pétri contenant le milieu de culture, avec le couvercle légèrement entrouvert.
Pour chaque partie de la strie d’isolement (3 au total par plaque), flamme-stériliser l’inoculation boucle juste avant leur utilisation. En outre, flamme-stériliser la boucle juste après que la séquence finale est effectuée afin de prévenir la contamination de la surface du banc et en contrepartie à des tiers dans le laboratoire, qui peut-être par la suite utiliser ou entrent en contact avec les boucles inoculer.
Placez les géloses ensemencées dans un incubateur pour la croissance du jour au lendemain.

3. bactériennes transferts : Du bouillon de Culture à Pétri

Un deuxième scénario de transfert de bactéries provient d’un bouillon de culture présentant la croissance, comme généralement observée par la turbidité, sur une plaque de Petri stérile contenant du milieu de croissance.
Enlever le bouchon de l’éprouvette (ou ballon) contenant la culture bactérienne pure et l’ouverture du conteneur du passer 2-3 x à travers la partie la plus chaude de la flamme. Pour prévenir la contamination, ne définissez pas de la PAC vers le bas sur la table.
Déposez délicatement la boucle inoculer stérilisée dans le tube/ballon et appuyez doucement contre la paroi du récipient refroidir juste avant l’insertion dans le bouillon de culture.
Supprimer une anse du bouillon de culture (Figure 5) et immédiatement remettre le couvercle.

Figure 5 : Une anse du bouillon de culture.
Effectuer une strie d’isolement à l’aide d’un frais de Pétri contenant le milieu de culture, avec le couvercle légèrement entrouvert.
Pour chaque portion de la séquence (3 au total par plaque), flamme-stériliser l’inoculation boucle juste avant leur utilisation. En outre, flamme-stériliser la boucle juste après que la séquence finale est effectuée afin de prévenir la contamination de la surface du banc et en contrepartie à des tiers dans le laboratoire, qui peut-être par la suite utiliser les boucles inoculer.
Placer les plaques striées pour l’isolement dans un incubateur pour la croissance du jour au lendemain.

4. bactériennes transferts : De Pétri avec une croissance à un milieu liquide stérile

Un troisième scénario de transfert de bactéries provient d’une plaque de Petri contenant une strie de culture isolée dans une tube/fiole contenant le milieu de culture liquide stérile.
Un peu ouvrir la plaque de Petri contenant la culture bactérienne pure et refroidir la boucle chaude inoculer en tapant doucement sur la surface de la gélose.
Récupérer une colonie isolée de la surface de la plaque à l’aide de la boucle inoculer refroidie et ferme la Pétri.
Enlever le bouchon de l’éprouvette (ou ballon) contenant le liquide stérile milieu de croissance et passez l’ouverture du conteneur 2 à 3 fois par le biais de la partie la plus chaude de la flamme. Pour prévenir la contamination, ne définissez pas le bouchon vers le bas sur la table.
Déposez délicatement la colonie extraite dans le milieu de bouillon liquide et agiter délicatement la boucle afin de libérer les bactéries. Le reboucher immédiatement.
Flamme-stériliser la boucle à inoculation afin de prévenir la contamination de la surface du banc et en contrepartie à des tiers dans le laboratoire, qui peut-être par la suite utiliser les boucles inoculer.
Placer le ballon dans un incubateur pour la croissance du jour au lendemain.
Retirer le flacon d’incubation le lendemain. Effectuer une série de dilution afin d’énumérer la culture.
Les dilutions de la série sur les milieux de culture d’agarose sur plaque et incuber les boîtes pendant la nuit.
Enlever les plaques le lendemain et observer toute contamination.

5. bactériennes transferts : Du bouillon de Culture au milieu de culture liquide stérile

Un quatrième scénario de transfert de bactéries provient d’un bouillon de culture présentant la croissance dans une tube/fiole contenant le milieu de culture liquide stérile.
Enlever le bouchon de l’éprouvette (ou ballon) contenant la culture bactérienne pure et passez l’ouverture du contenant deux fois par le biais de la partie la plus chaude de la flamme. Pour prévenir la contamination, ne définissez pas de la PAC vers le bas sur la table.
Déposez délicatement la boucle inoculer dans le tube/ballon et appuyez doucement contre la paroi du récipient refroidir juste avant l’insertion dans le bouillon de culture.
Supprimer une anse du bouillon de culture et immédiatement remettre le couvercle.
Enlever le bouchon de l’éprouvette (ou ballon) contenant le liquide stérile milieu de croissance et passez l’ouverture du contenant deux fois dans la partie plus chaude de la flamme. Pour prévenir la contamination, ne définissez pas de la PAC vers le bas sur la table.
Déposez délicatement l’anse extraite dans le milieu du bouillon liquide stérile et agiter délicatement la boucle afin de libérer les bactéries. Le reboucher immédiatement.
Flamme-stériliser l’inoculation boucle (Figure 6) afin de prévenir la contamination de la surface du banc et en contrepartie à des tiers dans le laboratoire, qui peut-être par la suite utiliser les boucles inoculer.

Figure 6 : Inoculant boucle tournant rouge chaud tout en étant stérilisé avec un bec Bunsen.
Placer le ballon dans un incubateur pour la croissance du jour au lendemain.
Retirer le flacon d’incubation le lendemain. Effectuer une série de dilution afin d’énumérer la culture.
Les dilutions de la série sur les milieux de culture d’agarose sur plaque et incuber les boîtes pendant la nuit.
Enlever les plaques le lendemain et observer toute contamination.

Une technique aseptique est une compétence fondamentale en microbiologie et a des applications cruciales dans la recherche environnementale.

Si les cultures microbiologiques sont contaminés, le temps, la main-d’œuvre et les frais financiers qui seraient nécessaires d’un laboratoire de « nettoyer » ou de remplacer les cultures, particulièrement rares isolats provenant d’environnements uniques, pourraient être très élevé et prohibitif, et quelques échantillons peuvent être irremplaçables.

Utilisation appropriée des techniques aseptiques réduit le risque de contamination bactérienne et fongique des réactifs, milieux de culture et les échantillons environnementaux et permet également d’éviter la contamination croisée entre les échantillons. C’est aussi une mesure de sécurité qui diminue la transmission potentielle de microbes à l’expérimentateur, qui est particulièrement important lorsque vous travaillez avec des agents pathogènes.

Cette vidéo va présenter les principes d’asepsie ; plusieurs techniques importantes pour maintenir les réactifs stériles et cultures ; et enfin, certains de leurs utilisations en science de l’environnement.

À l’aide de techniques aseptiques vise à créer et maintenir un environnement de travail stérile, matériel et réactifs, afin de minimiser la contamination des échantillons biologiques. Source commune de contamination inclure micro-organismes aéroportés, microbes présent sur le banc de laboratoire ou l’équipement et ceux du corps, cheveux et vêtements du chercheur.

Deux types d’agents sont au cœur de retrait et de prévention de la contamination en laboratoire : produits chimiques désinfectants et la chaleur. Des solutions telles que 70 % d’éthanol et d’eau de Javel sont souvent utilisées pour désinfecter le matériel, surfaces de travail et des gants des expérimentateurs avant de s’engager dans le travail aseptique.

Dans le même temps, les microbes sur ou dans les milieux liquides, verrerie et outils peuvent être tués par la chaleur en autoclave, qui est une chambre qui stérilise le contenu par l’exposition à la vapeur sous pression haute température. En outre, des outils tels que des baguettes de verre utilisées pour propager électrodéposition et boucles métal inoculation peuvent être à l’aide d’une source de flamme, comme un bec Bunsen appertisé.

L’utilisation d’une source de flamme est également une des façons plus courantes d’établir un environnement de travail aseptique. La chaleur de la flamme provoque la convection de l’air, générant un courant ascendant qui soulève tous les contaminants aéroportés l’Ecart du brûleur et la création d’un « champ stérile » où mener des travaux expérimentaux aseptique.

Maintenant que vous comprenez les principes qui sous-tendent les techniques aseptiques et pourquoi elles sont importantes, Let ‘ s go via un protocole pour la création d’un environnement de travail aseptique, constituant des milieux de culture stériles et aseptiquement transfert de bactéries entre les différentes conditions de culture.

Avant de commencer le travail aseptique, il est important pour l’expérimentateur de revêtir un équipement de protection individuelle ou EPI. Le but de ceci est pour prévenir l’expérimentateur de contaminer les échantillons et les cultures de laboratoire et aussi pour empêcher le transfert de microbes potentiellement pathogènes au chercheur. Articles d’EPI incluent une blouse, des gants et des lunettes de sécurité.

L’étape suivante consiste à stériliser et à stocker les milieux de culture à utiliser pour la culture des échantillons microbiens correctement. Tout d’abord, peser une quantité suffisante de composants solides de moyennes et ajoutez-les à la bon volume de solvant liquide spécifiée par le constructeur, tels que l’eau désionisée, dans un récipient autoclavable ajouter une barre d’agitation magnétique, placer le récipient sur un agitateur de plaque chauffante et dissoudre les solides composants moyennes à feu doux et en remuant.

Fermer les contenants moyens. Si vous utilisez un récipient en verre avec capuchons, veillez à ne pas serrer le bouchon complètement, car l’air à l’intérieur des vaisseaux augmenter en raison de chauffage durant l’autoclavage et a besoin de s’échapper. Sans fuite, le gaz pourrait entraîner le navire à se rompre. Mettre un morceau de ruban autoclave sur les vaisseaux et stériliser les médias selon les instructions du fabricant, par exemple de 20 min à 121 ° C. Après la stérilisation, vérifiez si les rayures sur les bandes d’autoclave activé, noirs, indiquant que la bonne température est atteinte.

Pour les milieux de culture liquides, laissez-les refroidir à température ambiante et les stocker à température ambiante ou avec réfrigération selon qu’il conviendra. Pour les milieux de croissance solide axée sur la gélose, laissez-les refroidir à environ 50 ° C, puis versez dans des plats de Pétri stérile. Permettre l’agar se refroidir et se solidifier avant de l’entreposer à la température appropriée.

Pour les médias qui ne peuvent pas être stérilisés à l’autoclave en raison de la présence de composants sensibles à la chaleur, filtre stériliser à l’aide d’un filtre de 0,22 μm.

Une technique de base travaux microbiologiques doit transférer aseptiquement cultures bactériennes entre milieux de culture différents, solides et liquides. Avant le début, nettoyer la surface de banc de laboratoire avec un désinfectant. Cela réduit le risque de contamination des cultures ou milieu stérile.

Transfert de cultures bactériennes couramment fait usage d’un outil appelé une boucle d’inoculation, qui doit être stérilisés avant usage par chauffage dans une flamme.

Allumer une flamme comme source. Lentement, passer la boucle inoculation par le biais de l’extrémité de la flamme. La boucle s’allume en rouge chaud. Pour transférer une colonie bactérienne d’une gélose solide, entrouvrez le Pétri et tapoter délicatement la boucle chaude inoculer sur une partie vide de la surface de la gélose pour éviter la chaleur tue les bactéries. Gratter une seule colonie avec la boucle à inoculation, puis refermez la plaque.

Pour transférer les bactéries d’un milieu de culture liquide, enlever le bouchon du récipient de culture. Pour aider à prévenir la contamination, en évitant de poser le couvercle sur le banc. Passer l’embouchure du conteneur 2 – 3 fois par le biais de la partie la plus chaude de la flamme. Puis, soigneusement toucher la boucle chaude, stérilisé l’inoculation à l’intérieur du conteneur et laissez-le refroidir avant de l’insérer dans le bouillon de culture. Supprimer une anse de la culture et immédiatement fermer le bouchon.

Pour transférer les bactéries obtenues dans un milieu stérile, retirer le capuchon d’un contenant avec le bouillon stérile et passez d’ouverture du conteneur par le biais de la flamme 2 – 3 fois. Puis, soigneusement abaisser la boucle de l’inoculation dans le milieu et agiter doucement pour libérer les bactéries. Fermez immédiatement le couvercle. Stériliser l’Anse à inoculation après utilisation.

Si vous transférez des bactéries sur une gélose stérile, ouvrir le couvercle d’un frais de Pétri avec agar non inoculé. Ensemencer la boucle de l’inoculation avec la culture bactérienne dos-et-vient à travers un secteur de l’agar. Stériliser la boucle et cool il en touchant une partie vide de la gélose, puis faire une autre strie sur la gélose à un angle obtus à la première strie, en veillant à traverser la première série sur les premiers coups de 1-2, mais évitez de toucher la première strie sur les traits suivants. Répétez la stérilisation et les rayures 2 fois plus. Ferme la Pétri et stériliser la boucle à inoculation.

Une fois inoculé, la plaque bouillon ou gélose doit ensuite être incubée à la température idéale de croissance pour le micro-organisme donné obtenir une culture viable. Sur milieu solide, une pelouse ou un chapelet continu de bactéries serait visible sur gélose couvert par les deux premières veines, mais les colonies individuelles doivent être obtenues sur le streak final. Mauvaise asepsie se traduirait par la croissance des moisissures et autres contaminants sur la plaque.

Techniques d’asepsie sont importants pour beaucoup d’expériences impliquant des échantillons microbiens de l’environnement. Dans cette étude, les chercheurs ont isolé les bactériophages, qui sont des bactéries infectant virus, provenant de la bactérie de sol commun Arthrobacter. Tout d’abord, Arthrobacter cultures ont été cultivées dans des conditions aseptiques. Des échantillons de sol ont été ensuite lavés et filtrés dans le tampon de phage et la solution du phage a été mélangée avec la culture bactérienne et ensemencée sur la gélose. Une pelouse bactérienne forment sur la plaque, mais il y aurait des clairières, ou « plaques », à des endroits où le virus a infecté et a tué les bactéries. Phage pourrait ensuite être purifié de ces plaques pour une étude plus approfondie.

Autre que l’utilisation de brûleurs Bunsen, des environnements de travail aseptique aussi peuvent être maintenues que dans les stations de travail spécialisées appelées hottes à flux laminaire, dont l’usage a ordonné à débit d’air et filtres pour maintenir la stérilité. Ici, les scientifiques ont travaillé sous une hotte à flux d’isoler les bactéries pathogènes potentiels et virus à partir des échantillons d’eau. Ces isolats sont ensuite cultivés ainsi que les amibes. Parce que les amibes normalement mangent ou « phagocytent » bactéries, toutes les bactéries qui ont pu résister à la digestion amibiennes et rester chez ces organismes peuvent aussi potentiellement rester viables dans les cellules humaines et causent des maladies.

Enfin, des conditions stériles permettent une étude détaillée des mécanismes écologiques tels que la formation des nodules racinaires en légumineuses broyeur – organes remplis de bactéries qui « corriger » l’azote atmosphérique en ammoniac, qui est utilisée par la plante pour la croissance. Chercheurs créés ici « microcosmes » pour étudier le processus de la nodulation utilisant cranté Pétri avec substrat de croissance des plantes, placé des semis en eux et inoculé les semis avec bactéries rhizobiennes formant des nodules. L’environnement aseptique de la hotte à flux prévient la contamination des cultures avec d’autres bactéries ou des champignons.

Vous avez juste regardé les vidéo de JoVE sur des techniques aseptiques en sciences de l’environnement. Vous devez maintenant comprendre pourquoi les conditions de travail aseptique sont importantes ; Comment faire aseptiquement expériences microbiologiques ; et certaines applications de techniques aseptiques à la recherche environnementale. Comme toujours, Merci pour regarder !

Results

Le résultat de la procédure démontre une technique aseptique appropriée et mauvaise technique aseptique. La figure 7 illustre la contamination pouvant résulter de la mauvaise asepsie lors du versement d’agarose plaques (plaque supérieure : milieu stérile ; plaques de fond : contaminés par les médias).

Figure 7 : Contamination pouvant résulter de la mauvaise asepsie lors du versement des plaques de gel d’agarose. Plateau supérieur : milieu stérile ; plaques de fond : contaminés par les médias.

Applications and Summary

Autre que l’utilisation de brûleurs Bunsen, des environnements de travail aseptique aussi peuvent être maintenues que dans les stations de travail spécialisées appelées hottes à flux laminaire, dont l’usage a ordonné à débit d’air et filtres pour maintenir la stérilité.

Utilisation correcte de l’asepsie est vitale pour les microbiologistes environnementaux lors de l’échantillonnage sur le terrain et en laboratoire, lorsque vous travaillez avec les médias, réactifs et isolats de culture. Mauvaise technique aseptique dans le domaine peut entraîner le transfert des micro-organismes d’au technicien d’échantillons environnementaux critiques, ainsi que la contamination croisée des microbes dans un échantillon à l’autre. Ces événements sont d’importance, par exemple, dans les études sur l’écologie microbienne qui cherchent à identifier et comparer les populations bactériennes et fongiques qui peuvent être présentes dans un biome donné. La contamination de ces échantillons peut entraîner une perte d’intégrité des données. Une technique aseptique est également essentielle pour le fonctionnement du laboratoire culture isolats originaires d’échantillonnage sur le terrain ou de référentiels de culture microbiennes et cellule bien établies. Le temps, la main-d’œuvre et des coûts financiers qui seraient nécessaires d’un laboratoire dans le but de « nettoyage » ou remplacer les cultures contaminées, particulièrement rares isolats provenant d’environnements uniques, pourrait être très élevé et prohibitif, comme certains isolats peuvent être irremplaçables.

Transcript

Aseptic technique is a fundamental skill in microbiology, and has crucial applications in environmental research.

If microbiological cultures are contaminated, the time, labor, and financial costs that would be required of a lab to “clean up” or replace the cultures, particularly rare isolates from unique environments, could be very high and prohibitive, and some samples may be irreplaceable.

Proper use of aseptic techniques reduces the likelihood of bacterial and fungal contamination of reagents, culture media, and environmental samples, and also avoids cross-contamination between samples. It is also a safety measure that diminishes the potential transmission of microbes to the experimenter, which is especially important when working with pathogens.

This video will introduce the principles of asepsis; several important techniques to maintain sterile reagents and cultures; and finally, some of their uses in environmental science.

The goal of using aseptic techniques is to create and maintain a sterile working environment, equipment, and reagents, so as to minimize contamination of biological samples. Common sources of contamination include airborne microorganisms, microbes present on the laboratory bench or equipment, and those from the hair, body, and clothing of the researcher.

Two types of agents are central to removing or preventing contamination in the laboratory: disinfectant chemicals and heat. Solutions such as 70% ethanol and dilute bleach are often used to disinfect equipment, working surfaces, and experimenters’ gloves before engaging in aseptic work.

At the same time, microbes on or in tools, glassware, and liquid media can be heat-killed in an autoclave, which is a chamber that sterilizes contents via exposure to high-temperature pressurized steam. In addition, tools such as glass rods used for spread plating and metal inoculation loops can be heat-sterilized using a flame source, such as a Bunsen burner.

The use of a flame source is also one of the most common ways to establish an aseptic working environment. The heat from the flame causes air convection, generating an updraft that lifts any airborne contaminants away from the vicinity of the burner, and creating a “sterile field” in which to conduct aseptic experimental work.

Now that you understand the principles behind aseptic techniques and why they are important, let’s go through a protocol for creating an aseptic working environment, making up sterile growth media, and aseptically transferring bacteria between different culturing conditions.

Before beginning aseptic work, it is important for the experimenter to don proper personal protective equipment, or PPE. The purpose of this is both to prevent the experimenter from contaminating the samples and lab cultures, and also to prevent the transfer of potentially pathogenic microbes to the researcher. PPE items include a lab coat, gloves, and safety goggles.

The next step is to properly sterilize and store the growth media to be used for culturing the microbial samples. First, weigh out the proper amount of solid medium components, and add them to the proper volume of liquid solvent specified by the manufacturer, such as deionized water, in an autoclavable container Add a magnetic stir bar, place the container on a hot plate stirrer, and dissolve the solid medium components with low heat and stirring.

Close the medium containers. If using a glass vessel with screw-on cap, be sure to not tighten the cap completely, as the air inside the vessels will expand due to heating during autoclaving and needs to escape. Without escape, the gas could cause the vessel to rupture. Put a piece of autoclave tape on the vessels, and autoclave the media according to the manufacturer’s instructions, such as 20 min at 121 °C. After autoclaving, verify that the stripes on the autoclave tapes turned black, indicating the proper temperature was reached.

For liquid growth media, let them cool to room temperature, and store them at room temperature or with refrigeration as appropriate. For agar-based solid growth media, let them cool to approximately 50 °C, then pour into sterile Petri dishes. Allow the agar to cool and solidify before storing at the appropriate temperature.

For media that cannot be autoclaved due to the presence of heat-sensitive components, filter sterilize using a 0.22-μm filter.

A core technique in microbiological work is to aseptically transfer bacterial cultures between different growth media, both solid and liquid. Prior to beginning, clean the lab bench surface with a disinfectant. This lowers the risk of contaminating cultures or sterile media.

Transferring bacterial cultures commonly makes use of a tool called an inoculating loop, which needs to be sterilized prior to use by heating in a flame.

Turn on a flame source. Slowly pass the inoculating loop through the tip of the flame. The loop will turn red hot. To transfer a bacterial colony from a solid agar plate, open the Petri plate slightly, and gently tap the hot inoculating loop onto an empty part of the agar surface to avoid heat-killing the bacteria. Scrape a single colony with the inoculating loop, and close the plate.

To transfer bacteria from a liquid growth medium, remove the cap from the culture container. To help prevent contamination, avoiding setting the cap down onto the bench. Pass the mouth of the container 2-3 times through the hottest portion of the flame. Then, carefully touch the hot, sterilized inoculation loop onto the inside of the container and let it cool before inserting it into the broth culture. Remove one loopful of the culture, and immediately close the cap.

For transferring the obtained bacteria to a sterile growth medium, remove the cap from a container with the sterile broth and pass the container’s opening through the flame 2-3 times. Then, carefully lower the inoculation loop into the medium, and agitate gently to release the bacteria. Immediately close the cap. Sterilize the inoculation loop after use.

If transferring bacteria onto a sterile agar plate, open the lid of a fresh Petri plate with uninoculated agar. Streak the inoculation loop with the bacterial culture back-and-forth across one sector of the agar. Sterilize the loop and cool it by touching an empty part of the agar, then make another streak on the agar at an obtuse angle to the first streak, making sure to cross the first streak on the first 1-2 strokes but avoid touching the first streak on subsequent strokes. Repeat the sterilization and streaking 2 more times. Close the Petri plate, and sterilize the inoculation loop.

Once inoculated, the broth or agar plate should then be incubated at the ideal growth temperature for the given microorganism to obtain viable culture. On solid medium, a lawn or continuous strand of bacteria would be visible on agar covered by the first two streaks, but individual colonies should be obtained on the final streak. Poor aseptic techniques would result in the growth of mold and other contaminants on the plate.

Aseptic techniques are important in many experiments involving microbial samples from the environment. In this study, researchers isolated bacteriophages, which are bacteria-infecting viruses, from the common soil bacterium Arthrobacter. Arthrobacter cultures were first grown under aseptic conditions. Soil samples were then washed and filtered in phage buffer, and the phage solution was mixed with the bacterial culture and plated onto agar plates. A bacterial lawn would form on the plate, but there would be clearings, or “plaques”, at spots where the virus had infected and killed the bacteria. Phage could then be purified from these plaques for further study.

Other than using Bunsen burners, aseptic working environments can also be maintained in specialized workstations known as laminar flow hoods, which use directed airflow and filters to maintain sterility. Here, scientists worked in a flow hood to isolate potential pathogenic bacteria and viruses from water samples. These isolates were then cultured together with amoebae. Because amoebae normally eat or “phagocytose” bacteria, any bacteria that were able to resist amoebal digestion and remain in these organisms can also potentially remain viable in human cells and cause diseases.

Finally, sterile conditions permit detailed study of ecological mechanisms such as the formation of root nodules in legume plants – bacteria-filled organs that “fix” atmospheric nitrogen into ammonia, which is used by the plant for growth. Researchers here created “microcosms” for studying the nodulation process using notched Petri plates with plant growth medium, placed seedlings into them and inoculated the seedlings with nodule-forming rhizobial bacteria. The aseptic environment of the flow hood prevents contamination of the cultures with other bacteria or fungi.

You’ve just watched JoVE’s video on aseptic techniques in environmental science. You should now understand why aseptic working conditions are important; how to aseptically perform microbiological experiments; and some applications of aseptic techniques to environmental research. As always, thanks for watching!

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