Administration d'agents expérimentaux I

L’administration de composés fait souvent partie intégrante d’une étude animale, et de nombreux facteurs doivent être évalués pour s’assurer que le composé est administré correctement et de manière humaine. Les deux principales voies d’administration sont l’entérale via le tube digestif et la parentérale à l’extérieur du tube digestif. La principale différence est que si le composé est administré par voie entérale, il subit un métabolisme hépatique AVANT d’entrer dans la circulation sanguine. Alors que, par n’importe quelle voie parentérale, comme l’intraveineuse ou l’intramusculaire, la substance saute ce premier passage par le foie, ce qui entraîne généralement une biodisponibilité plus élevée.

Dans cette première vidéo de la série sur l’administration de composés, nous commencerons par discuter des facteurs qui influencent le choix de la voie d’administration en général. Ensuite, nous passerons en revue les méthodes d’injections parentérales les plus courantes, y compris les injections sous-cutanées abrégées en SC ou SubQ, intrapéritonéales ou IP, intramusculaires ou IM et intraveineuses AKA IV.

Commençons par passer en revue quelques points que l’on doit garder à l’esprit avant d’effectuer tout type de procédure d’administration de composés. La première étape consiste à préparer la solution ou la suspension à injecter, et la première considération fondamentale pour la préparation d’une substance est la stérilité. Pour éviter l’introduction d’agents pathogènes dans l’animal, il est important que le matériel d’injection ainsi que les aiguilles et les seringues à utiliser soient stériles.

La deuxième considération est la compatibilité physiologique. Une solution posologique, qu’elle soit administrée par voie entérale ou parentérale, doit être physiologiquement tamponnée à un pH approprié pour que le composé soit correctement absorbé et pour prévenir les lésions tissulaires. Le troisième facteur est la viscosité de l’article d’injection, qui joue un rôle essentiel dans la sélection de l’aiguille. Habituellement, des aiguilles de calibre 20 à 30 sont utilisées dans les procédures d’administration parentérale pour les souris et les rats. Les moyeux de ces aiguilles sont généralement codés par couleur pour faciliter l’identification.

La solution doit avoir suffisamment de fluidité pour passer à travers au moins une de ces aiguilles. Si la solution peut en traverser plus d’un, alors, en général, le choix est la plus petite jauge possible. Le facteur suivant est le volume d’administration qui affecte le choix de la seringue. Comme pour les aiguilles, la plus petite seringue possible nécessaire pour un dosage précis avec des graduations correctes doit être sélectionnée. Le calibre de l’aiguille et le volume d’administration dépendent également de la voie d’administration, de l’espèce, de la taille et de l’âge de l’animal administré. Consultez le tableau 1 ci-dessous pour passer en revue les valeurs liées aux itinéraires abordés dans cette vidéo. La dernière considération importante est le taux d’absorption, qui varie considérablement selon chaque voie d’administration et peut jouer un rôle dans le choix de la méthode la mieux adaptée.

Parlons maintenant des caractéristiques particulières des méthodes d’injection couramment utilisées.

SC ou SubQ Injection place le matériau entre les couches de la peau et le muscle dans un espace virtuel créé par le soulèvement de la peau. Cela permet une injection sûre de plus grands volumes, mais le taux d’absorption est plus lent que les autres voies, ce qui donne un effet plus durable. Lors de l’administration de l’IP, le composé est injecté directement dans la cavité péritonéale. Il s’agit d’une autre méthode couramment utilisée pour livrer de grands volumes de solution. Bien qu’une injection IP soit considérée comme une administration parentérale, le mécanisme d’absorption est en fait plus similaire à un dosage oral.

Une injection IM délivre un composé directement dans le muscle fessier ou le muscle gastrocnémien. Une substance injectée par voie intramusculaire est rapidement absorbée en raison du nombre abondant de vaisseaux dans le tissu musculaire, ce qui peut en faire une voie privilégiée dans certains cas. Une injection inappropriée ou répétée dans le muscle peut causer des lésions nerveuses entraînant une paralysie ou une nécrose musculaire. Enfin, une injection IV dans la veine de la queue de l’animal est la voie d’administration la plus efficace, car la substance est directement introduite dans le système circulatoire. Notez que le composé doit être injecté dans l’une des veines latérales de la queue caudale situées sur les côtés de la queue. Il y a un vaisseau qui longe la ligne médiane ventrale de la queue, qui ne convient pas à l’injection.

Maintenant que nous avons discuté du contexte, apprenons les procédures, en commençant par les injections SC. Pour les souris, choisissez l’animal par sa queue et laissez-le reposer sur une autre surface sécurisée, comme un couvercle en fil de fer. Ensuite, retenez manuellement l’animal en soulevant la peau autour du cou, formant une tente. Ensuite, placez l’animal sur la table avec les pattes arrière reposant sur la surface et posez le talon de votre main sur la table pour éviter un poids excessif sur l’animal qui pourrait compromettre la respiration.

Pour injecter, prenez la seringue avec la solution à injecter et dirigez l’aiguille parallèlement à la colonne vertébrale et loin de la tête pour éviter la possibilité de perforations au crâne. Ensuite, insérez l’aiguille avec le biseau vers le haut, ce qui permet un glissement doux dans la peau. Tirez le piston vers l’arrière pour vérifier que l’aiguille est correctement placée. S’il y a une contre-pression lorsque le piston est tiré vers l’arrière, l’aiguille est dans la bonne position. Si de l’air est aspiré dans le piston, l’aiguille devra être repositionnée.

Après avoir vérifié que l’aiguille est correctement positionnée, injectez lentement avec un mouvement régulier. Faites une pause après l’injection et tournez légèrement l’aiguille sous la peau pour éviter la perte de l’article d’injection. Ensuite, pincez la peau au site d’injection et retirez l’aiguille. Cette même méthode peut être utilisée chez les rats sevrés.

Pour les rats adultes, l’animal doit d’abord être immobilisé à l’aide d’un dispositif, dont la procédure est abordée dans la vidéo « Bases de la manipulation et de la contention » de cette collection. Ensuite, on peut effectuer l’injection SC de la même manière que chez la souris.

Ensuite, nous allons apprendre à effectuer une injection IP. Chez la souris, utilisez la technique de contention à deux mains pour retenir manuellement l’animal, encore une fois décrite dans la vidéo « Bases de la manipulation et de la contention ». Assurez-vous que votre main non dominante est positionnée suffisamment haut sur le cou pour empêcher l’animal de se retourner. Stabilisez l’arrière-train en plaçant la queue entre le troisième et le quatrième doigt ou en épinglant fermement la peau entre les doigts restants et la base du pouce.

Ensuite, positionnez l’animal de manière à exposer son abdomen. Inclinez l’animal avec la tête pointant vers le bas à une hauteur de 30 ? pour permettre aux intestins de tomber vers l’avant. Le repère de l’injection peut être décrit comme suit : tracez une ligne imaginaire qui s’étend horizontalement sur le corps, au sommet de la hanche, d’un flanc à l’autre. Tracez ensuite la bordure médiane, ou la ligne médiane, le long de la ligne où les cheveux poussant dans des directions opposées se rencontrent. Enfin, imaginez le bord latéral, qui est une ligne allant du haut des hanches au prépuce chez les mâles et suivant les trayons chez les femelles. Cela fournit la zone triangulaire pour une injection IP sûre.

La méthode suivante dont nous parlerons est l’injection IM. La contention dans cette technique pour les souris et les rats nécessite soit deux personnes, soit l’utilisation d’un tube de contention. Ici, nous décrirons la méthode d’une seule personne à l’aide d’un dispositif de contention.

Tout d’abord, placez l’animal dans le tube et avec les pattes arrière sorties, tirez la queue pour positionner l’animal. Ensuite, saisissez la peau du flanc au niveau de la partie crânienne du fémur pour étendre la jambe et empêcher le grasset de se plier. Ensuite, positionnez le dispositif de contention de manière à permettre la visualisation du site d’injection.

Pour identifier le repère fessier, localisez la masse musculaire fessière en arrière du fémur. L’os peut être palpé et le gros muscle est facilement palpé. Notez la ligne médiane qui va de la pointe du jarret à la queue. Vous pouvez souvent voir la crête où les cheveux des surfaces latérale et interne se rejoignent poussant dans des directions opposées. En règle générale, les injections sont faites vers la face latérale de la ligne médiane. Le gastrocnémien est le muscle du mollet et l’injection dans ce muscle est également mieux effectuée à partir de la face postérieure.

Pour le muscle fessier, au point de repère localisé, insérez l’aiguille à une profondeur maximale d’environ 5 mm. Évitez de repositionner la seringue pendant l’injection pour éviter des lésions musculaires. Ensuite, aspirez pour vous assurer que le placement est dans le muscle, et non dans un vaisseau sanguin. Et enfin, injectez le matériau de manière lente et régulière, car une injection rapide provoquera un traumatisme tissulaire. Retirez l’aiguille de manière perpendiculaire en suivant le même chemin que celui de l’insertion. Pour le muscle gastrocnémien, insérez l’aiguille à une profondeur maximale de 3 mm et effectuez l’injection de la même manière que pour le muscle fessier.

Enfin, apprenons à effectuer une injection IV dans les veines de la queue des rongeurs. La même méthode s’applique aussi bien aux souris qu’aux rats.

Placez l’animal dans un tube de contention cylindrique et réchauffez tout le corps de l’animal à l’aide d’un coussin chauffant électrique réglé sur MEDIUM pendant environ 2 à 5 minutes. Continuez à réchauffer l’animal, jusqu’à ce que les vaisseaux sanguins se dilatent, c’est-à-dire nettement plus gros. N’oubliez pas que les veines latérales de la queue caudale sont situées sur les côtés de la queue. L’artère qui se trouve dans la ligne médiane ventrale ne convient pas à l’injection. Faites pivoter le dispositif de retenue et positionnez la queue de manière à ce que les veines latérales de la queue soient tournées vers le haut et maintenues sous tension. N’appliquez pas de tension excessive ou le vaisseau peut être étiré et le flux sanguin diminué.

Placez le biseau de l’aiguille directement sur le vaisseau sanguin aussi distalement que possible et appliquez une légère pression pour glisser l’aiguille dans la queue parallèlement à la colonne vertébrale. Injectez le matériau dans un mouvement lent et fluide et remarquez que le vaisseau blanchit lorsque le sang est expulsé par le matériau injecté. Si l’aiguille n’est pas correctement positionnée dans le vaisseau, il y aura une forte résistance lors de l’injection, et si vous injectez avec force, le matériau remplira l’espace sous-cutané et la queue gonflera. Arrêtez immédiatement car le matériau - conçu pour être injecté par voie intraveineuse - peut être caustique pour les tissus environnants. Retirez l’aiguille et tentez une autre injection plus crânienne sur la queue. Une fois l’injection réussie, retirez l’aiguille et appliquez une pression sur le site d’injection pour assurer une bonne hémostase avant de remettre l’animal dans la cage.

Maintenant que vous êtes familiarisé avec les méthodes d’injection courantes, examinons certaines applications de ces voies d’administration, autres que l’administration de médicaments.

Dans plusieurs expériences, des souris reçoivent une injection d’un agent pathogène spécifique pour étudier l’infection. Ici, les chercheurs ont utilisé la voie sous-cutanée pour introduire des bactéries résistantes aux antibiotiques qui causent des lésions, et la taille de ces lésions a servi de lecture de la virulence de l’agent pathogène. Divers scientifiques s’intéressent à l’étude de la distribution et de la survie des cellules souches après une administration systémique. Dans cette étude, les chercheurs ont effectué l’injection dans la veine de la queue de cellules souches neurales génétiquement marquées dans un modèle animal de sclérose en plaques et ont localisé la distribution des cellules injectées dans les régions de la moelle épinière et du cerveau.

Dans une autre expérience, des chercheurs ont injecté des myoblastes marqués par fluorescence par voie intramusculaire dans un modèle animal de dystrophie musculaire. Ensuite, une bioluminescence a été réalisée pour analyser l’implantation réussie des cellules souches. Enfin, les injections peuvent également être utilisées pour générer des modèles animaux. Ces scientifiques ont effectué une injection intrapéritonéale de diméthylnitrosamine - une puissante toxine hépatique - chez des rats Wistar mâles pour générer un modèle animal de fibrose hépatique, qui a ensuite été utilisé pour étudier le développement de la maladie du foie.

Vous venez de regarder le premier épisode de JoVE sur l’administration de composés traitant des injections parentérales couramment utilisées. N’oubliez pas que la voie d’administration optimale est basée sur plusieurs facteurs, notamment le pH, le volume et la viscosité de la solution injectée. Et chaque technique présente des avantages et des inconvénients, qu’il faut considérer en relation avec les besoins expérimentaux. Comme toujours, merci d’avoir regardé !