Name: Modèle murin dischémie des membres postérieurs (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-01-21T00:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 51 s
Description: Découvrez la technique chirurgicale d'ischémie unilatérale des membres postérieurs chez la souris, validée par imagerie laser Doppler. Ce modèle permet d'étudier la maladie artérielle périphérique et la régénération vasculaire.

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Les auteurs remercient Andrea Axtell, Satoshi Itoh, MD, Jeff Velotta, MD, Grant Hoyt, Robert C. Robbins, MD, Jin Yu, MD, Tim Doyle, PhD, et le Stanford petit noyau d&#39;imagerie animale pour l&#39;assistance technique. Les auteurs remercient également AM Bickford, Inc pour le soutien des équipements vétérinaires. Cette recherche a été financée par des subventions de recherche du National Institutes of Health (R01 HL-75 774, R01 CA098303, R21 HL085743, 1K12 HL087746), le tabac en Californie Programme connexes Disease Research de l&#39;Université de Californie (15IT-0257 et 1514RT-0169) , et le California Institute for Regenerative Medicine (RS1-00183). NH est soutenu par une bourse de l&#39;American Heart Association.

1. Induction de l&#39;ischémie des membres postérieurs unilatérale <ol><li> Les instruments chirurgicaux nécessaires pour cette opération comprennent: amende pince pointue, une pince pointue, des ciseaux à ressort, ciseaux chirurgicaux, porte-aiguilles, et enrouleur. Nous fabriquons nos propres écarteur à l&#39;aide d&#39;un trombone, car elle est plus petite que enrouleurs disponibles commercialement. Stériliser ces outils avant la chirurgie par un autoclave ou un stérilisateur à chaud perle. Un outil de cautérisation et stérile beaux cotons-tiges souligné seront également nécessaires pour cette opération. Il est recommandé que les outils être re-stérilisés à l&#39;extrémité que nécessaire durant la procédure. </li><li> Lorsque les outils sont prêts, placez la souris dans la chambre de l&#39;induction anesthésique contenant 1-3% d&#39;isoflurane dans 100% d&#39;oxygène à un débit d&#39;1l/min. </li><li> Laisser la souris dans la chambre de l&#39;induction jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit insensible aux stimuli extérieurs. Puis enlever l&#39;animal de la chambre de l&#39;induction. Il est recommandé de rincer l&#39;anesthésie de la boîte avant d&#39;ouvrir le couvercle, pour diminuer l&#39;exposition des opérateurs à l&#39;isoflurane. </li><li> Ensuite, placez l&#39;animal en décubitus dorsal sur la table de pré-exploitation et le connecter à un flux continu de l&#39;isoflurane. Utiliser un rasoir électrique, enlever les poils de la patte postérieure. Appliquez la crème d&#39;épilation pour bien enlever les poils. </li><li> Placez la souris dans la position couchée sur un coussin drapé chauffée sur la table d&#39;opération, et le connecter à un flux continu de l&#39;isoflurane. Etendre et sécuriser les membres postérieurs avec un morceau de ruban adhésif. Une fois que le membre postérieur est sécurisé, essuyer la peau avec trois gommages bétadine et de l&#39;alcool en alternance. Pour le reste de la procédure chirurgicale, l&#39;utilisation d&#39;un microscope de dissection à un grossissement de 10x ou 20x pour obtenir une vue agrandie de la région des membres postérieurs. </li><li> En utilisant des pinces fines et les ciseaux chirurgicaux, faire une incision de la peau, d&#39;environ 1 cm de long, à partir du genou vers la cuisse médial. </li><li> En utilisant un tampon phosphate salin (PBS)-humidifié beaux cotons-tiges pointues, enlevez doucement la voie sous-cutanée des tissus adipeux entourant le muscle de la cuisse. </li><li> Ensuite, appliquer le cautère transversalement pour inciser et disséquer à travers les tissus sous-cutanés graisses pour révéler l&#39;artère fémorale sous-jacente. </li><li> Utiliser un écarteur d&#39;ouvrir la plaie et d&#39;obtenir une meilleure vue de la vascularisation des membres inférieurs. </li><li> En utilisant une pince fine et un coton-tige à pointe fine, délicatement percer la gaine membraneuse fémorale pour exposer le paquet vasculo-nerveux. </li><li> Puis, en utilisant un ensemble propre de pinces fines et d&#39;un coton-tige, disséquer et séparer l&#39;artère fémorale de la veine fémorale et du nerf à l&#39;endroit proximale près de l&#39;aine. Après la dissection, passer un brin de 7-0 suture de soie au-dessous de l&#39;extrémité proximale de l&#39;artère fémorale. Occlusion de l&#39;artère fémorale à l&#39;aide de doubles noeuds. Placez le lien sur le navire comme proximale dans la plaie que possible afin de laisser la longueur pour le deuxième lien et un segment intermédiaire qui sera sectionné. </li><li> Séparée de l&#39;artère fémorale de la veine fémorale à l&#39;endroit distale près du genou. Passez un brin de suture au-dessous de 7-0 de l&#39;extrémité distale de l&#39;artère fémorale proximale de l&#39;artère poplitée. Occlure le vaisseau à l&#39;aide de doubles noeuds. </li><li> Occlusion de l&#39;artère fémorale avec une deuxième série de doubles noeuds juste en amont de la première série de noeuds. Cette deuxième série de points de suture seront utilisés pour la préhension de l&#39;artère pendant la procédure de transaction. </li><li> De même, à des fins de préhension, une occlusion de l&#39;artère fémorale avec une deuxième série de doubles noeuds juste en aval de la première série de noeuds. </li><li> Transect le segment de l&#39;artère fémorale entre les noeuds distale et proximale avec un coton tige fine et a une paire de ciseaux à ressort. Soyez prudent de ne pas percer la paroi de la veine fémorale. </li><li> Retirer l&#39;écarteur et fermer l&#39;incision à l&#39;aide des sutures Vicryl 5-0. Ces sutures n&#39;ont pas besoin d&#39;être retiré à un moment plus tard, comme ils se dissolvent. </li><li> Une fois l&#39;incision est fermée, placer l&#39;animal sur le dessus d&#39;un coussin chauffant drapé dans la cage de récupération et de surveiller en continu jusqu&#39;à éveillé. </li><li> Après animal a récupéré pendant 1 heure, passez à l&#39;étape laser Doppler perfusion sanguine afin de confirmer l&#39;induction d&#39;ischémie. </li></ol> 2. Perfusion Laser Doppler sanguin <ol><li> Pour commencer l&#39;étape par laser Doppler perfusion, placez la souris dans la chambre de l&#39;induction anesthésique contenant 1-3% d&#39;isoflurane dans 100% d&#39;oxygène à un débit d&#39;1l/min. </li><li> Laisser la souris dans la chambre de l&#39;induction jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit insensible aux stimuli extérieurs. Puis enlever l&#39;animal de la chambre de l&#39;induction. Il est recommandé de rincer l&#39;anesthésie de la boîte avant d&#39;ouvrir le couvercle, pour diminuer l&#39;exposition des opérateurs à l&#39;isoflurane. </li><li> Placez l&#39;animal sur la table de pré-exploitation liés à l&#39;écoulement continu de l&#39;isoflurane. Puis enlever les poils de la patte arrière en utilisant un rasoir électrique suivi par la crème d&#39;épilation, si nécessaire. </li><li> Après avoir enlevé les cheveux,placer l&#39;animal sur une surface de 37 ° C chauffée pendant 5 minutes sous flux continu de l&#39;isoflurane. Surveiller la température du noyau afin d&#39;assurer euthermia, comme les changements de température sera nettement affecter la perfusion. </li><li> Après 5 minutes, placer l&#39;animal dans la position couchée sur un non-réfléchissant absorbant la lumière de surface comme un chiffon de couleur verte, reliées à un flux continu de l&#39;isoflurane. Étendre les membres postérieurs. </li><li> Ensuite, tournez sur l&#39;imageur laser à effet Doppler et le logiciel d&#39;acquisition et d&#39;initialiser le logiciel. Indiquez la taille du champ de vue et la résolution. Il est préférable de garder le champ de vision et de la densité de pixels cohérents entre les animaux afin de faire une analyse ultérieure plus facile. </li><li> Ouvrez un nouveau fichier. Appuyez sur start pour commencer à acquérir les données d&#39;image. Généralement, l&#39;imageur détecte automatiquement la distance de la souris, mais si vous êtes invité, spécifiez la distance de l&#39;animal à l&#39;imageur. Le laser va montrer les frontières du champ de vue et ensuite commencer à acquérir des données. </li><li> Après l&#39;acquisition est terminée, l&#39;image va commencer à montrer une gamme de couleurs qui sont une indication du niveau de la perfusion sanguine dans les jambes. Les couleurs peuvent être réglés à une gamme de perfusion spécifiques afin de mieux comparer les données entre les animaux. </li><li> Lorsque l&#39;acquisition de données est terminée, enregistrez le fichier. </li><li> Puis retour à l&#39;animal de la cage de récupération et de surveiller l&#39;animal continue jusqu&#39;à éveillé. </li><li> Pour analyser les données, utilisez le réglage de seuil dans le logiciel d&#39;analyse de soustraire le bruit de fond. Un seuil de 0,2 est généralement une valeur raisonnable. Sélectionnez deux régions d&#39;intérêt, ou ROI, qui couvrent chaque zone membre postérieur. Une variété de points de repère peuvent être utilisés pour normaliser le ROI entre les membres et les animaux. Puis déterminer la perfusion moyenne et la variabilité dans le retour sur investissement. La différence de perfusion et le ratio entre la perfusion ischémique des membres et des membres de commande peut alors être facilement déterminée. </li><li> Cette procédure peut être répétée pour suivre l&#39;évolution de la perfusion des membres postérieurs au fil du temps. A un point de temps désiré, l&#39;animal peut être euthanasiés pour l&#39;évaluation de la fonction des tissus et la comparaison aux données de l&#39;image de perfusion. </li></ol> 3. Les résultats représentatifs: L&#39;anatomie de la vascularisation des membres postérieurs est montré dans la figure 1 2. Un diagramme représentant du membre postérieur après explantation artère fémorale est montré dans la figure 2. Pour confirmer l&#39;induction d&#39;une ischémie de la patte postérieure, le laser Doppler d&#39;analyse d&#39;images de perfusion démontre une réduction spectaculaire de la circulation sanguine dans le membre ischémique, par rapport à la branche de contrôle, comme le montre la figure 3. <img src="/files/ftp_upload/old/1035_2009_1_26_9/figure1_1035.png" alt="Figure 1" width="600" height="406" /> Figure 1. Anatomie de la vascularisation des membres postérieurs. Les astérisques indiquent les endroits de la ligature de l&#39;induction d&#39;une ischémie des membres postérieurs. <img src="/files/ftp_upload/old/1035_2009_1_20_7/Niiyama_HLI_Fig2.png" alt="Image 2" width="600" height="450" /> Figure 2. Schéma représentant montrant l&#39;anatomie du membre postérieur après la ligature de l&#39;artère fémorale au niveau des sites proximales et distales après le retrait de l&#39;artère fémorale. <img src="/files/ftp_upload/old/1035_2009_1_20_8/Niiyama_HLI_Fig3.png" alt="Figure 3" width="600" height="256" /> Figure 3. Laser Doppler montrant des images du flux sanguin avant et après l&#39;induction d&#39;une ischémie de la patte postérieure gauche (indiqué par la flèche).

<ol><li>Huang, N. F., Niiyama, H., De, A., Cooke, J. P., , <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+and+non-invasive+tracking+of+embryonic+stem+cell-derived+endothelial+cells+for+treatment+of+hindlimb+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Transplantation and non-invasive tracking of embryonic stem cell-derived endothelial cells for treatment of hindlimb ischemia.</a> J Vis Exp. , (2008).</li>
<li>Cook, M. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCook%2C+MJ+%22The+anatomy+of+the+laboratory+mouse%22">The anatomy of the laboratory mouse</a>. , Academic Press. New York. (1976).</li>
<li>Niiyama, H., Kai, H., Yamamoto, T., Shimada, T., Sasaki, K., Murohara, T., Egashira, K., Imaizumi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Roles+of+endogenous+monocyte+chemoattractant+protein-1+in+ischemia-induced+neovascularization%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Coll.+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Roles of endogenous monocyte chemoattractant protein-1 in ischemia-induced neovascularization.</a> J. Am. Coll. Cardiol. 44, 661-666 (2004).</li>
<li>Dokun, A. O., Keum, S., Hazarika, S., Li, Y., Lamonte, G. M., Wheeler, F., Marchuk, D. A., Annex, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+quantitative+trait+locus+%28LSq-1%29+on+mouse+chromosome+7+is+linked+to+the+absence+of+tissue+loss+after+surgical+hindlimb+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">A quantitative trait locus (LSq-1) on mouse chromosome 7 is linked to the absence of tissue loss after surgical hindlimb ischemia.</a> Circulation. 117, 1207-1215 (2008).</li>
</ol>

Il ya quelques sources de variabilité à considérer lors de la planification et l&#39;exécution des modèles d&#39;ischémie des membres postérieurs. Premièrement, le niveau de l&#39;ischémie peuvent varier selon l&#39;emplacement de la ligature par rapport à celle des branches latérales. Par conséquent, pour la cohérence du modèle, les animaux doivent subir le même niveau de la ligature des artères. Une autre source de variabilité dans la récupération ischémique est lié à l&#39;âge des animaux, avec des animaux jeunes (6-8 semaines) ayant les taux de récupération plus rapide et plus complète que celle des animaux plus âgés (8-10 mois), tel qu&#39;évalué par hémodynamique (ie laser Doppler perfusion) ou fonctionnelle (test sur tapis roulant par exemple) des mesures. Pour les études dans lesquelles on est d&#39;évaluer un agent angiogénique, il peut être préférable d&#39;utiliser des animaux plus âgés, car une plus grande différence entre les groupes peut être observé avec une intervention thérapeutique. Inversement, pour des études dans lesquelles on est d&#39;évaluer un facteur anti-angiogénique, il peut être préférable d&#39;utiliser des animaux plus jeunes afin de maximiser la taille 3 effet. Si exécuté correctement, il devrait y avoir un minimum de complications comme le saignement, une infection ou de mortalité. En cas de saignement par la rupture accidentelle de la veine fémorale ou autres navires, une pression modérée avec un coton-tige stérile, ou de la gaze doit être appliquée sur le site de l&#39;hémorragie jusqu&#39;à ce que le saignement cesse. Les animaux présentant des signes d&#39;infection doit être traitée avec des anti-infectieux. Animaux présentant une gangrène significative peut être nécessaire de beeuthanized. Cette complication est plus fréquente chez les animaux plus âgés, et dans certaines souches, comme BALB c souris 4. En outre, le modèle d&#39;ischémie des membres postérieurs peuvent provoquer des douleurs légères à modérées. Par conséquent, les analgésiques tels que la buprénorphine ou carprofène doit être administré au besoin pour le traitement de la douleur, conformément aux recommandations de l&#39;IACUC. En conclusion, nous avons démontré une méthode simple et reproductible pour étudier PAD dans un modèle murin d&#39;ischémie des membres postérieurs. Le modèle d&#39;ischémie des membres postérieurs avec le laser Doppler analyse est un excellent système pour étudier les pathologies vasculaires et d&#39;évaluation des candidats thérapeutiques.

<table><tbody><tr><td>Matériel chirurgical</td><td>Outil</td><td>Fine Science Tools</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bâtonnets de coton Constix</td><td>Outil</td><td>Contec</td><td>SC-4</td><td></td></tr><tr><td>Bétadine (povidone-iodée)</td><td>Réactif</td><td>PDI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alcool à 70 %</td><td>Réactif</td><td>Kendall</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Solution saline tamponnée au phosphate</td><td>Réactif</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Filet de soie 7-0</td><td>Outil</td><td>Genzyme</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Filet de vicryl 5-0</td><td>Outil</td><td>Ethicon Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rasoir électrique</td><td>Outil</td><td>GE Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Électrocoagulateur</td><td>Outil</td><td>Baxter International Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Système Laser Doppler et PeriScan PIM 3</td><td>Équipement</td><td>Perimed</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

modèle murin d&#39;ischémie des membres postérieurs

Murine Model of Hindlimb Ischemia 

Aux États-Unis, la maladie artérielle périphérique (MAP) affecte environ 10 millions d&#39;individus, et est aussi dans le monde entier répandue. Les thérapies médicales pour le soulagement symptomatique sont limitées. Les interventions chirurgicales ou endovasculaires sont utiles pour certaines personnes, mais à long terme les résultats sont souvent décevants. En conséquence, il est nécessaire de développer de nouvelles thérapies pour traiter la MAP. La préparation des membres postérieurs murin d&#39;ischémie est un modèle de la PAD, et est utile pour tester de nouvelles thérapies. Lorsqu&#39;on les compare à d&#39;autres modèles d&#39;ischémie tissulaire comme la ligature des artères coronaires ou cérébrales, la ligature artère fémorale prévoit un modèle plus simple des tissus ischémiques. D&#39;autres avantages de ce modèle sont la facilité d&#39;accès à l&#39;artère fémorale et faible taux de mortalité. Dans cette vidéo, nous démontrons la méthodologie utilisée pour le modèle murin d&#39;ischémie hindimb unilatérale. Les matériaux et les procédures spécifiques pour la création et l&#39;évaluation du modèle seront décrites, y compris l&#39;évaluation de la perfusion de membre par laser Doppler. Ce protocole peut également être utilisé pour la transplantation et le suivi non invasif des cellules, ce qui est démontré par Huang et al. 1.

La procédure chirurgicale pour l&#39;induction d&#39;une ischémie unilatérale des membres postérieurs est démontré, avec confirmation d&#39;ischémie par imagerie laser Doppler perfusion.

Modèle murin d&#39;ischémie des membres postérieurs

Aux États-Unis, l'artériopathie oblitérante des membres inférieurs (AOMI) touche environ 10 millions de personnes et est également répandue dans le monde entier. Les thérapies médicales pour...

Dans les maladies artérielles périphériques aux États-Unis, la MAP touche environ 10 millions d'individus, en particulier les fumeurs, les diabétiques et les personnes âgées de plus de 70 ans. L'objectif global de cette chirurgie est d'induire une ischémie des membres postérieurs en ligaturant les segments proximal et distal de l'artère fémorale. La procédure commence par l'anesthésie, le rasage et le positionnement de la souris sur la table chirurgicale en position décubitus dorsal.Ensuite, une incision de la peau est pratiquée depuis le genou vers la face médiale de la cuisse, exposant l'artère fémorale sous-jacente. Puis, l'artère fémorale est soigneusement dissociée de la veine fémorale. Des nœuds doubles sont réalisés au site de ligature distal ainsi qu'au site de ligature proximal.Le segment de l'artère fémorale est ensuite excisé. Le site de l'incision est fermé par des points de suture et l'animal est laissé en récupération de l'anesthésie. Pour confirmer l'induction d'une ischémie des membres postérieurs, la souris anesthésiée est placée en position supine.Ensuite, les deux membres postérieurs sont scannés par le laser Doppler. L'image est alors enregistrée et évaluée pour la perfusion. Bonjour, je suis John Cook.Je suis professeur de médecine au sein de la division de médecine cardiovasculaire de l'Université Stanford. Notre laboratoire s'intéresse à l'angiogenèse et à la régénération vasculaire. Dans cette vidéo, deux de mes chercheurs postdoctoraux, le Dr Nan Wong et Hir Niyama, vous présenteront le modèle d'ischémie des membres postérieurs chez la souris, un modèle important de la maladie artérielle périphérique, fréquemment utilisé dans notre laboratoire pour évaluer les effets des facteurs de croissance et de la thérapie cellulaire sur l'angiogenèse.Nous utilisons ces procédures dans notre laboratoire pour étudier l'effet des cellules endothéliales dérivées de cellules souches sur la réparation vasculaire. Commençons donc. Les instruments chirurgicaux nécessaires pour cette intervention comprennent des pinces fines effilées, des pinces effilées, des ciseaux à ressort, des ciseaux chirurgicaux, un porte-aiguille et un rétracteur.Nous fabriquons notre propre rétracteur à l’aide d’un trombone, car il est plus petit que les modèles disponibles commercialement. Les rétracteurs doivent stériliser ces outils avant la chirurgie à l’aide d’un stérilisateur à billes chauffées ; un outil de cautérisation et des cotons-tiges stériles à pointe fine seront également nécessaires pour cette intervention. Une fois les instruments prêts, placer la souris dans la chambre d’induction anesthésique contenant de l’isoflurane à une concentration de 1 à 3 % dans de l’oxygène à 100 %, avec un débit de un litre par minute.Laissez la souris dans la chambre d'induction jusqu'à ce qu'elle ne réagisse plus aux stimuli externes. Ensuite, retirez l'animal de la chambre d'induction. Puis placez l'animal en position dorsale sur la table de prémédication et connectez-le à un flux continu d'isoflurane.À l’aide d’un rasoir électrique, raser les poils de la patte postérieure. Appliquer une crème dépilatoire afin d’éliminer complètement les poils. Après avoir rasé la souris, étendre la patte postérieure et la fixer à l’aide d’un morceau de ruban adhésif.Une fois que le membre postérieur est immobilisé, nettoyez la peau avec trois alternances de Bétadine et d’alcool. À l’aide de pinces fines et de ciseaux chirurgicaux, pratiquez une incision de la peau d’environ un centimètre de long, partant du genou vers la face médiale de la cuisse, en utilisant une solution saline tamponnée au phosphate. Humidifiez avec du PBS des cotons-tiges pointus définis.Retirez délicatement le tissu adipeux sous-cutané entourant le muscle de la cuisse. Ensuite, appliquez le bistouri électrique transversalement par petites incisions et disséquez le tissu adipeux sous-cutané afin de mettre au jour l'artère fémorale sous-jacente. Puis, utilisez un rétracteur pour élargir la plaie et obtenir une meilleure vue de la vascularisation de l'extrémité inférieure.À l’aide de pinces fines et d’un coton-tige effilé, percer délicatement la gaine fémorale membraneuse afin d’exposer le cordon neurovasculaire. Ensuite, à l’aide d’un autre jeu propre de pinces fines et d’un coton-tige, disséquer et séparer l’artère fémorale de la veine et du nerf fémoraux au niveau proximal près de l’aine. Après la dissection, passer un brin de suture en soie 7/0 sous l’extrémité proximale de l’artère fémorale.Obturer l'artère fémorale proximale à l'aide de nœuds doubles. Placer le ligature sur le vaisseau aussi proximalement que possible dans la plaie afin de préserver une longueur suffisante pour le second ligature et un segment intermédiaire qui sera sectionné. Séparer l'artère fémorale de la veine fémorale au niveau de la localisation distale, près du genou.Faire passer un brin de suture 7-0 sous l'extrémit&shy;&eacute; distale de l'art&egrave;re f&eacute;morale, en position proximale par rapport &agrave; l'art&egrave;re poplit&eacute;e. Obstruer le vaisseau &agrave; l'aide de n&oelig;uds doubles. Obstruer l'art&egrave;re f&eacute;morale distale &agrave; l'aide d'une deuxi&egrave;me s&eacute;rie de n&oelig;uds doubles, juste en position proximale par rapport &agrave; la premi&egrave;re s&eacute;rie de n&oelig;uds.Ce second jeu de fils servira à saisir l'artère pendant la procédure de sectionnement. De même, à des fins de préhension, oblitérer l'artère fémorale proximale avec le second jeu de nœuds doubles juste distal au premier jeu de nœuds. Sectionner le segment de l'artère fémorale situé entre les nœuds distal et proximal à l’aide d’un coton-tige finement pointu et d’une paire de ciseaux à ressort.Prenez garde de ne pas percer la paroi de la veine fémorale. Retirez le rétracteur et fermez l'incision à l'aide de cinq points de suture en quille. Une fois l'incision fermée, remettez l'animal dans sa cage de récupération et surveillez-le jusqu'à son réveil. Après une heure de récupération, procédez à la perfusion sanguine par doppler laser.Étape permettant de confirmer l'induction de l'ischémie. Pour commencer l'étape de perfusion par laser Doppler, placer la souris dans la chambre d'induction anesthésique contenant de l'isoflurane à 1 à 3 % dans de l'oxygène à 100 %, avec un débit de un litre par minute. Laisser la souris dans la chambre d'induction jusqu'à ce qu'elle ne réagisse plus aux stimuli externes.Ensuite, retirez l'animal de la chambre d'induction et placez-le sur la table de prémédication reliée à un flux continu d'isoflurane. Puis, rasez le membre postérieur à l'aide d'un rasoir électrique, suivi si nécessaire d'une crème dépilatoire. Après le retrait des poils, placez l'animal sur une surface chauffée à 37 degrés Celsius pendant cinq minutes, sous un flux continu d'isoflurane.Après cinq minutes, placer l'animal en position dorsale sur une surface absorbante de lumière non réfléchissante, comme un tissu de couleur verte relié à un flux continu d'isoflurane. Étendre les membres postérieurs. Ensuite, allumer l'imagerie par effet Doppler laser et le logiciel d'acquisition, puis initialiser le logiciel.Spécifiez la taille du champ de vision et la résolution. Il est préférable de maintenir constants le champ de vision et la densité de pixels entre les animaux. Afin de faciliter les analyses ultérieures, ouvrez un nouveau fichier.Appuyez sur démarrer pour commencer l'acquisition des données d'image. Lorsque vous y êtes invité, indiquez la distance entre l'animal et l'appareil d'imagerie. Le laser indiquera les limites du champ de vision, puis commencera à acquérir les données.Une fois l'acquisition terminée, l'image commencera à afficher une gamme de couleurs indiquant le niveau de perfusion sanguine des pattes. Les couleurs peuvent être ajustées selon une plage de perfusion spécifique. Pour mieux comparer les données entre les animaux une fois l'acquisition terminée, enregistrez le fichier, puis retournez l'animal dans la cage de récupération et surveillez-le en continu jusqu'à son réveil.Pour analyser les données, utilisez le réglage du seuil dans le logiciel d'analyse afin de soustraire tout bruit de fond. Un seuil de 0,2 est généralement une valeur raisonnable. Sélectionnez deux régions d'intérêt ou ROI couvrant chacune la zone d'un membre postérieur.Différents repères anatomiques peuvent être utilisés pour standardiser la région d'intérêt (ROI) entre les membres et les animaux, puis déterminer la perfusion moyenne et la variabilité au sein de la ROI. La différence de perfusion et le rapport de perfusion entre le membre ischémique et le membre témoin peuvent ensuite être facilement calculés. Cette procédure peut être répétée afin de suivre les modifications de la perfusion des membres postérieurs.Au point temporel souhaité, l'animal peut être sacrifié afin d'évaluer la fonction tissulaire. Par rapport aux données d'imagerie de perfusion, un schéma représentatif de la membre postérieur après l'ablation de l'artère fémorale est présenté ici. Les points de suture indiquent les emplacements des sites de ligature proximal et distal.Lorsque la chirurgie est réalisée avec soin, il y a un saignement minimal et l'intervention peut être terminée en moins d'une heure. Voici les résultats de l'analyse d'image de perfusion par laser Doppler. L'image de gauche montre la perfusion des deux membres avant l'induction ischémique.Alors que l'image de droite montre l'abondance des deux membres, après que le membre postérieur gauche a subi une induction ischémique. L'intensité de la couleur dans l'image indique la quantité de flux sanguin.Par rapport au membre témoin, le membre ischémique présente très peu de couleur, ce qui suggère une réduction importante du débit sanguin. À partir de ces données, le logiciel peut quantifier la perfusion moyenne dans le membre ischémique et le membre témoin afin de déterminer la différence de perfusion et le rapport de perfusion. Ainsi, ces résultats confirment l'induction d'une ischémie au niveau du membre postérieur.Nous venons de vous montrer comment induire une ischémie unilatérale du membre pelvien chez le modèle murin et confirmer l’induction d’ischémie par perfusion sanguine au laser Doppler. Le modèle d’ischémie du membre pelvien associé à l’analyse par imagerie au laser Doppler constitue un excellent système pour étudier les pathologies vasculaires et évaluer des candidats thérapeutiques. Cette procédure peut être suivie par la transplantation et le suivi non invasif de cellules, comme cela est démontré dans une autre vidéo JoVE par Huang et al.Lors de ces procédures, il est important de se souvenir de faire preuve de prudence afin de ne pas percer la paroi de la veine fémorale lors de l'excision de l'artère fémorale avec des ciseaux à émousse. Utilisez également un site de ligature similaire pour tous les animaux de l'expérience afin d'assurer la cohérence du modèle d'ischémie sévère. Voilà tout.Merci d'avoir regardé et bonne chance avec vos expériences.

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Le manque de compréhension des mécanismes de la moelle épinière lésion d'ischémie-reperfusion a empêché d'autres additifs pour empêcher la paraplégie suite à des opérations de l'aorte à haut risque. Ainsi, le développement de modèles animaux est impératif. Ce manuscrit démontre reproductible inférieure paralysie des extrémités après occlusion de l'aorte thoracique dans un modèle murin.

Reproductible paraplégie par l&#39;aorte thoracique occlusion dans un modèle murin de la moelle épinière ischémie-reperfusion

Nous introduisons une méthode chirurgicale pour induire expérimental d'ischémie / reperfusion (I / R) des blessures pour simuler un infarctus du myocarde (IM) dans les modèles de souris qui permet une plus grande clarté dans le positionnement de la ligature sur l'artère interventriculaire antérieure gauche (LAD) d'augmenter la reproductibilité d'expériences MI chez la souris.

Un modèle murin d&#39;ischémie myocardique-reperfusion par ligature de l&#39;artère interventriculaire antérieure

L’induction chirurgicale de l’ischémie des membres postérieurs chez la souris est utile pour examiner l’angiogenèse, mais celle-ci est compromise chez certaines souches de souris consanguines qui présentent une nécrose tissulaire marquée induite par l’ischémie. Des méthodes sont décrites pour induire une ischémie subaiguë des membres à l’aide de constricteurs améroïdes pour contourner ce problème par l’induction d’une occlusion artérielle progressive.

Méthodes de aiguë et subaiguë murin Ischémie membres postérieurs

Nous décrivons un modèle murin d’AVC induit par l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne à l’aide d’une suture recouverte de silicone. Le protocole peut être appliqué pour induire une occlusion permanente ou une ischémie temporaire, suivie d’une reperfusion.

Induction de l&#39;AVC ischémique et ischémie-reperfusion chez la souris Utilisation de l&#39;artère moyenne Occlusion Technique et visualisation des Infarctus Zone

Nous décrivons une intervention chirurgicale utilisée pour induire une ischémie périphérique chez les lapins atteints d’hyperlipidémie et de diabète. Cette chirurgie agit comme un modèle préclinique pour les conditions rencontrées dans la maladie des artères périphériques chez les patients. L’angiographie est également décrite comme un moyen de mesurer l’étendue de l’ischémie introduite et la récupération de la perfusion.

Modèle préclinique d’ischémie des membres postérieurs chez les lapins diabétiques

Ici, un modèle expérimental critique d'ischémie de membre postérieur est présenté suivi d'une batterie de tests fonctionnels, histologiques et moléculaires pour évaluer l'efficacité des thérapies angiogéniques.

Évaluation de l'angiogenèse thérapeutique dans un modèle murine de l'ischémie hindlimb

Ici nous décrivons une procédure chirurgicale montrant comment réaliser la ligature permanente de l'artère coronaire descendante gauche-antérieure chez les souris. Ce modèle est d'une grande pertinence pour étudier la pathophysiologie de l'infarctus du myocarde et les processus biologiques concomitants.

Modèle d'infarctus myocarde de Murine utilisant la ligation permanente de l'artère coronaire descendante antérieure gauche

Cet article démontre une approche chirurgicale efficace pour établir une ischémie aiguë chez la souris avec une petite incision. Cette approche peut être appliquée par la plupart des groupes de recherche sans aucune mise à niveau du laboratoire.

Un modèle chirurgical modifié de l’ischémie du membre postérieur chez des souris ApoE-/- utilisant une incision miniature

Nous décrivons ici une méthode simple et reproductible qui peut induire un infarctus du myocarde ou une lésion d’ischémie-reperfusion myocardique chez la souris par ligature de précision de l’artère coronaire descendante antérieure gauche par micromanipulation.

Induction d’un infarctus du myocarde et d’une lésion d’ischémie-reperfusion myocardique chez la souris

Le présent protocole décrit un modèle unique et cliniquement pertinent de maladie artérielle périphérique qui combine l’électrocoagulation de l’artère fémorale et des veines avec l’administration d’un inhibiteur de l’oxyde nitrique synthase pour induire la gangrène des membres postérieurs chez les souris FVB. La perfusion intracardiaque DiI est ensuite utilisée pour l’imagerie tridimensionnelle à haute résolution du système vasculaire du coussinet plantaire.

Imagerie tridimensionnelle haute résolution de la vascularisation du repose-pieds dans un modèle murin de gangrène postérieure

Nous décrivons comment générer un modèle chirurgical largement utilisé de lésion d’ischémie-reperfusion intestinale (IRI) chez les rongeurs. La procédure implique l’occlusion de l’artère mésentérique supérieure suivie du rétablissement du flux sanguin. Ce modèle est utile pour les études portant sur les causes occlusives de l’IRI intestinale en médecine vétérinaire et humaine.

Modèle de rongeur d’ischémie-reperfusion intestinale par occlusion de l’artère mésentérique supérieure

Découvrez la technique chirurgicale d'ischémie unilatérale des membres postérieurs chez la souris, validée par imagerie laser Doppler. Ce modèle permet d'étudier la maladie artérielle périphérique et la régénération vasculaire.

Modèle murin d'ischémie des membres postérieurs

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