Name: Spectroscopie par résonance magnétique du direct Drosophila melanogaster En utilisant Magic Angle Spinning (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-04-15T16:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 33 s
Description: Découvrez la spectroscopie RMN HRMAS 1H pour la caractérisation moléculaire de Drosophila melanogaster vivants. Cette méthode non invasive permet d'étudier les processus métaboliques in vivo avec une résolution élevée.

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Ce travail a été soutenu en partie par un National Institutes of Health (NIH) aux subventions AI063433 Laurence G. Rahme, un des Instituts Institut national de la santé (NIH) Centre Grant (P50GM021700) à Ronald G. Tompkins (A. Aria Tzika, directeur de le cœur RMN), et l&#39;Hôpital des Shriners pour enfants de subvention de recherche (# 8893) à A. Aria Tzika. Nous remercions Dionyssios Mintzopoulos Ph.D. pour l&#39;assistance dans les phases initiales du développement de ce protocole et Ovidiu C. Andronesi Ph.D. pour l&#39;assistance à la séquence d&#39;impulsions TOBSY.

Partie 1: Préparation de la drosophile pour les mesures de HRMAS <ol><li> Utilisation de la norme flylab procédures 1, collecter nouvellement eclosing mouches pendant 3 jours et de les transférer à voler la nourriture volée flacons contenant frais. Incuber les mouches recueillies pendant 5 jours afin que les mouches deviennent 5-8 jours anciens, juste avant l'expérience. Un seul sexe (généralement des hommes) est utilisé pour des expériences. </li><li> Utilisez saine, intacte mouches de type sauvage à comparer avec traitées par exemple traumatisés ou mouches génétiquement modifiées 1. </li><li> Placez mouches simples dans des tubes 2ml contenant un morceau (~ 0,2 ml) de voler la nourriture 24 heures avant l'expérience. Ces tubes portent un trou dans la coupe tube en utilisant une aiguille d'insuline flamme chauffé. </li><li> Peser les tubes immédiatement avant et après l'insertion volée en utilisant une balance de haute précision et à définir le poids de chaque volée s en soustrayant la première valeur de ce dernier. Une seule mouche mâle pèse généralement de 0,7 à 1 mg. </li></ol> Partie 2: Préparation du rotor HRMAS. <ol><li> Placez un seul tube sur la glace pendant moins d'une minute pour anesthésier l'intérieur voler. </li><li> Lay à la volée sur une couche de papier d'aluminium placé sur la glace et pousser à la volée en douceur dans l'espace semi-sphérique creux de l'insert du rotor RMN en utilisant une brosse douce pour assurer une insertion complète volée tout en évitant les blessures voler. </li><li> Placer l'insert dans l'oxyde de zirconium (ZrO2) tube de rotor (4 mm de diamètre, 50 pi) pour localiser les mouches entre l'insert rotor et le fond du rotor (voir figure 1). </li><li> Fermer l'insert avec une vis et le couvrir avec du parafilm (voir figure 1) pour empêcher le contact entre la mouche et la solution de TSP standard (TSP: triméthylsilyl-propionique-2 ,2,3,3-d4 acide, Mw = 172, δ = 0,00 ppm, 50 mM dans l'eau deutérée-D 2 O, qui fonctionnent comme une référence tant pour le déplacement chimique de résonance et de quantification). </li><li> Ajouter 8 pl de TSP solution standard sur le dessus de l'insert rotor. (Voir figure 1). </li><li> Sécurisé et serrer le tout mis en place dans les rotors avec un plafond haut (voir figure 1). </li></ol> Partie 3: Acquisition de données HRMAS <ol><li> Introduire le rotor dans la sonde HRMAS et le positionner à l'angle magique 54,7 ° (voir figure 1). </li><li> Réglez la température à 4 ° C par une unité de BTO-2000 en combinaison avec l'unité pneumatique MAS. Les mouches sont conservés à 4 ° C alors que dans le spectromètre pour maintenir l'anesthésie. </li><li> Réglez le HRMAS 1 H MRS vitesse de rotation à 2 kHz MAS. </li><li> Stabiliser la fréquence de rotation MAS à 2,0 ± 0,001 kHz par un régulateur de vitesse MAS (fréquence de rotation). </li><li> Pour la préparation de l'aimant: hauteur et faire correspondre la bobine pour des performances optimales et la cale de l'aimant pour une qualité optimale des spectres. </li><li> Acquérir une spectres unidimensionnels H en utilisant du rotor synchronisée Carr-Purcell-Meiboom-Gill (CPMG) en écho de spin séquence d'impulsions 2, [90 ° - (τ-180 ° - τ) n-acquisition], qui fonctionne comme un filtre pour T 2 retirez l'élargissement spectral RMN 1H seule volée spectres acquis une dimension de données sur tous les échantillons. Synchroniser le retard entre les impulsions (τ = 500μs) à la fréquence de rotation MAS (2 kHz). Réglez le nombre de transitoires à 256 avec 32 768 (32k) points de données. Le temps d'acquisition 9 min. </li><li> Acquérir en deux dimensions (2D) 1 H-1 H RMN HRMAS seule volée spectres sur tous les échantillons en utilisant une séquence d'impulsions adiabatiques avec TOBSY 3. Les paramètres d'acquisition sont les suivants: la dimension 2k points de données directes (11 ppm largeur spectrale), 1 s d'eau pré-saturation pendant le délai de relaxation, 8 balayages par incrément de 128 incréments, le temps de 2 s répétition total, 45 ms temps de mélange, et un total d'acquisition temps de 29 min. </li></ol> Partie 4: Traitement des données / Analyse <ol><li> Analyser les MRspectra de spécimens à l'aide du logiciel MestReC (Mestrelab recherche, www.mestrec.com) </li><li> Utilisez une ligne d'élargissement de la fonction d'apodisation de 0,5 Hz et s'appliquent à tous une HRMAS FID H avant la transformation de Fourier. </li><li> Référence des spectres MR à l'égard de TSP à δ = 0,0 ppm (standard externe). </li><li> Phase spectres manuellement et appliquer un estimateur de base Whittaker pour soustraire les composantes de l'éventail de base des calculs de superficie avant de pointe. </li><li> Estimation des domaines de pointe utilisant des logiciels MestReC. Échelle hauteurs de pics par rapport au TSP pour chaque spectre acquis (TSP pic de hauteur = 1). Utilisez les tests t (bilatéral, p &lt;0,05) pour comparer l'intérieur des groupes d'entre-groupes de ratios. </li><li> Paramètres 2D processus TOBSY sont: Qsine = fonction fenêtre 2 dans les deux dimensions, avec des points de FT 2k dans la dimension directe et zéro de remplissage pour 1k dans la deuxième dimension, la correction de phase dans les deux dimensions et la correction de base dans la deuxième dimension. </li><li> Produire les spectres 2D à l'aide du programme Sparky (TD Goddard et DG Kneller, Sparky 3, USCF, <a href="http://www.cgl.ucsf.edu/home/sparky/">http://www.cgl.ucsf.edu/</a>Accueil / sparky /) </li></ol> Partie 5: spectres représentatifs de Live mouches Drosophila melanogaster Les procédures décrites ci-dessus permettent de collecter des spectres reproductibles à partir de mouches vivent Drosophila melanogaster. Les figures 2 et 3 montrent représentant de M. spectres acquis au type sauvage (WT) Oregon-R mouches. La figure 2 présente 1D 1 H HRMAS CPMG spectres. Principaux composants lipidiques [C 3 H (0,89 ppm), (C H 2) n (ppm 1,33), C H 2 C-CO (1.58ppm), C H 2 C = C (2,02 ppm), C H 2 C = O (2,24 ppm), C = C H H (5,33 ppm)], du glycérol (1,3-C H 4,10 ppm et 4,30 ppm; 2-CH 2 5,24 ppm), et des métabolites de petite taille: β-alanine (β-Ala , 2,57 ppm), acétate (Ac, 1,97 ppm), phosphocholine (PC, 3,22 ppm) et phophoetanolamine (PE, 3.23ppm) ont été détectées et attribuées conformément aux rapports antérieurs 4, 5. Signaux à 2,02 ppm ont été assignés à protons du méthylène du C H2-CH = CH fraction de mono-acides gras insaturés (ie palmitoléique). Les acides insaturés ont été identifiés par un signal à 5,33 ppm produites par les protons de l'-CH = CH-fraction. Métabolites petits qui ne pouvaient pas être cédés ou n'étaient pas visibles en utilisant le spectre 1D ont été détectés en utilisant 2D 1 H-1 H TOBSY HRMAS (voir figure 3). <img src="/files/ftp_upload/1710/1710fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Expérimental mis en place in vivo HRMAS 1H SRM pour l'enquête sur la drosophile vivons à 14,1 T. externe standard de triméthylsilyl-2-propionique ,2,3,3-d4 acide dans l'eau deutérée (TSP / D 2 O). Dans le carré: la position du rotor à l'angle magique en HRMAS sonde. <img src="/files/ftp_upload/1710/1710fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. En 1D HRMAS spectres 1 H CPMG vivo d'une mouche Drosophila melanogaster vivre en poids. Composants lipidiques: C H 3 (0,89 ppm), (C H 2) n (ppm 1,33), C H 2 C-CO (1.58ppm), acétate (Ac), C H 2 C = C (2,02 ppm), C H 2 C = O (2,24 ppm), β-alanine (β-Ala), phosphocholine (PC) et phophoetanolamine (PE), Glycérol (1,3-C H 4,10, 4,30 ppm; 2-C H 2 5,22 ppm) , C = C H H (5,33 ppm). <img src="/files/ftp_upload/1710/1710fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. In vivo 2D 1H-1H TOBSY HRMAS spectre d'une mouche Drosophila melanogaster direct au poids métabolites T. 14.1 Petites et composants lipidiques ont été identifiés. Métabolites: alanine (Ala), β-alanine (β-Ala), l'arginine (Arg), de la glutamine (Gin), le glutamate (Glu), phosphocholine PC (PC), phophoetanolamine (PE), taurine (Tau), α-glucose (α-Glc) et du glycérol. Composants Lipides: C 3 H (0,89 ppm), (C H 2) n (ppm 1,33), C H 2 C-CO (1,58 ppm), C H 2 C = C (2,02 ppm), C H 2 C = O (2,24 ppm), C = C H H (5,33 ppm).

<ol><li>Apidianakis, Y., Rahme, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+melanogaster+as+a+model+host+for+studying+Pseudomonas+aeruginosa+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Drosophila melanogaster as a model host for studying Pseudomonas aeruginosa infection.</a> Nat Protoc. 4, 1285-1294 (2009).</li>
<li>Meiboom, S., Gill, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+spin-echo+method+for+measuring+nuclear+relaxation+time%5BTitle%5D)+AND+%22Rev+Sci+Instrum%22%5BJournal%5D)">Modified spin-echo method for measuring nuclear relaxation time.</a> Rev Sci Instrum. 29, 688-691 (1958).</li>
<li>Andronesi, O. C., Mintzopoulos, D., Struppe, J., Black, P. M., Tzika, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solid-state+NMR+adiabatic+TOBSY+sequences+provide+enhanced+sensitivity+for+multidimensional+high-resolution+magic-angle-spinning+1H+MR+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Magn+Reson%22%5BJournal%5D)">Solid-state NMR adiabatic TOBSY sequences provide enhanced sensitivity for multidimensional high-resolution magic-angle-spinning 1H MR spectroscopy.</a> J Magn Reson. 193, 251-258 (2008).</li>
<li>Astrakas, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proton+NMR+spectroscopy+shows+lipids+accumulate+in+skeletal+muscle+in+response+to+burn+trauma-induced+apoptosis%5BTitle%5D)+AND+%22Faseb+J%22%5BJournal%5D)">Proton NMR spectroscopy shows lipids accumulate in skeletal muscle in response to burn trauma-induced apoptosis.</a> Faseb J. 19, 1431-1440 (2005).</li>
<li>Fan, T. W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolite+profiling+by+one-+and+two+dimensional+NMR+analysis+of+complex+mixtures%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Nuc+Magn+Reson+Spec%22%5BJournal%5D)">Metabolite profiling by one- and two dimensional NMR analysis of complex mixtures.</a> Prog Nuc Magn Reson Spec. 28, 161-219 (1996).</li>
<li>Null, B., Liu, C. W., Hedehus, M., Conolly, S., Davis, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution%2C+in+vivo+magnetic+resonance+imaging+of+Drosophila+at+18.8+Tesla%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">High-resolution, in vivo magnetic resonance imaging of Drosophila at 18.8 Tesla.</a> PLoS One. 3, e2817-e2817 (2008).</li>
<li>Zektzer, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+signal+to+noise+in+high-resolution+magic+angle+spinning+total+correlation+spectroscopy+studies+of+prostate+tissues+using+rotor-synchronized+adiabatic+pulses%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Med%22%5BJournal%5D)">Improved signal to noise in high-resolution magic angle spinning total correlation spectroscopy studies of prostate tissues using rotor-synchronized adiabatic pulses.</a> Magn Reson Med. 53, 41-48 (2005).</li>
</ol>

Expériences sur les animaux ont été effectuées en conformité avec les directives et les règlements stipulés par le Massachusetts General Hospital Animal Research Comité Institutional Review Board.

À l&#39;exception du récent rapport de la faisabilité de l&#39;IRM in vivo dans les mouches des fruits 6, études in vivo chez la drosophile MRS n&#39;ont pas encore été signalés. Dans le présent protocole, nous décrivons la mise en œuvre d&#39;un roman in vivo HRMAS 1 H-MRS approche pour la détection de molécules biologiquement importantes. Plus précisément, nous avons détecté des lipides et des métabolites de petites mouches drosophiles en dire...

<table><tbody><tr><td>Oxyde de deutérium</td><td>Réactif</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7789-20-0</td><td></td></tr><tr><td>3-(triméthylsilyl)propionique-2,2,3,3-d&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; acide</td><td>Réactif</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>24493-21-8</td><td></td></tr><tr><td>agar, saccharose, levure, farine de maïs</td><td>Alimentation</td><td>Genesee Scientific</td><td></td><td>&lt;a href=&quot;http://www.flystuff.com/&quot;&gt;http://www.flystuff.com/&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Mouches Oregon RS ou Canton-S</td><td>Lignées de drosophiles adultes</td><td>Centre de ressources de Bloomington</td><td></td><td>&lt;a href=&quot;http://flystocks.bio.indiana.edu/&quot;&gt;http://flystocks.bio.indiana.edu/&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Pinceau</td><td>Équipement</td><td></td><td></td><td>(taille 0)</td></tr><tr><td>Tubes de 2 ml</td><td>Équipement</td><td>Fisher Scientific</td><td>K749521-1590</td><td></td></tr><tr><td>Incubateurs pour drosophiles</td><td>Équipement</td><td></td><td></td><td>capacité d'humidité élevée (60-75 %), température réglable et cycle lumière : obscurité de 12 h : 12 h.</td></tr><tr><td>Spectromètre RMN Bruker Bio-Spin Avance (600,13 MHz) 4 mm à triple résonance (&lt;sup&gt;1&lt;/sup&gt;H, &lt;sup&gt;13&lt;/sup&gt;C, &lt;sup&gt;2&lt;/sup&gt;H) Sonde HRMAS </td><td>Équipement</td><td>Bruker Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Unité BTO-2000 combinée à une unité pneumatique MAS</td><td>Équipement</td><td>Bruker Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>rotor en oxyde de zirconium de 4 mm (capacité 50 µl)</td><td>Équipement</td><td>Bruker Corporation</td><td>B3829 (magasin Bruker)</td><td></td></tr><tr><td>MestReC (Mestrelab Research) </td><td>Logiciel</td><td></td><td></td><td>Analyse des spectres RMN 1D&lt;br/&gt;&lt;a href=&quot;http://mestrelab.com/&quot;&gt;http://mestrelab.com/&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>SPARKY 3, USCF</td><td>Logiciel</td><td></td><td></td><td>Analyse de spectres RMN 2D&lt;br/&gt;&lt;a href=&quot;http://www.cgl.ucsf.edu/home/sparky/&quot;&gt;http://www.cgl.ucsf.edu/home/sparky/&lt;/a&gt;</td></tr></tbody></table>

spectroscopie par résonance magnétique du direct drosophila melanogaster en utilisant magic angle spinning

Magnetic Resonance Spectroscopy of live Drosophila melanogaster using Magic Angle Spinning

High-Resolution Magic Angle Spinning (HRMAS) protons spectroscopie par résonance magnétique (<sup&gt; 1</sup&gt; H-MRS) est un roman technique non-destructive qui améliore spectrale ligne largeurs et permet à haute résolution des spectres d&#39;être obtenu à partir d&#39;extraits, des cellules intactes, des cultures de cellules, tissus et plus important encore intactes pour étudier les relations entre les métabolites et les processus cellulaires.<em&gt; In vivo</em&gt; HRMAS<sup&gt; 1</sup&gt; H-MRS études doivent encore être rapportés dans la mouche à fruit direct<em&gt; Drosophila melanogaster.</em&gt;<em&gt; Drosophile,</em&gt; Comme un simple organisme génétique, qui permet aux fonctions multiples et diverses biologiques évolutivement conservés voies de signalisation qui sera examiné à l&#39;échelle de l&#39;organisme entier et il est un modèle utile pour étudier la génétique et la physiologie. À cette fin, nous avons développé et mis en œuvre une<em&gt; In vivo</em&gt; HRMAS<sup&gt; 1</sup&gt; H-MRS méthode pour étudier en direct<em&gt; Drosophile</em&gt; À 14,1 T. Ici, nous présentons une HRMAS<sup&gt; 1</sup&gt; H-MRS protocole pour la caractérisation moléculaire des<em&gt; Drosophile</em&gt; Avec un spectromètre conventionnel MR équipé d&#39;une sonde HRMAS. Cette technique est un roman,<em&gt; In vivo,</em&gt; Non destructif<em&gt; Drosophile</em&gt; Approche de mesure métabolite, qui permet l&#39;identification de biomarqueurs liés aux maladies et peut donc contribuer au développement de thérapeutiques nouvelles.

Cette technique permet l&#39;utilisation de l&#39;angle magique à haute résolution filer spectroscopie par résonance magnétique protonique (HRMAS 1H-MRS) pour la caractérisation moléculaire de vivre<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Avec un spectromètre de 14,1 teslas conventionnelle équipée d&#39;une sonde HRMAS.

Spectroscopie par résonance magnétique du direct Drosophila melanogaster En utilisant Magic Angle Spinning

La spectroscopie par résonance magnétique nucléaire du proton (1H-SRM) à rotation à l'angle magique à haute résolution (HRMAS) est une technique non destructive novatrice qui améliore la résolution spectrale...

24 heures avant l'expérience, une mouche mâle est placée dans un tube de deux millilitres. Après une anesthésie brève à froid sur glace, la mouche est introduite dans l'insert du rotor RMN, puis placée dans le tube du rotor. Une solution standard de TSP est ajoutée au-dessus de l'insert du rotor, puis les rotors sont fermés avec un bouchon supérieur.Le rotor est inséré dans la sonde H-R-M-A-S et positionné à l'angle magique de 54,7 degrés. Le spectromètre est configuré pour acquérir des expériences unidimensionnelles et bidimensionnelles. Enfin, les Mr.Spectra des échantillons sont analysés.Je suis Valeria Rigi du laboratoire chirurgical de RMN du Département de chirurgie de l'Hôpital général du Massachusetts et de l'École de médecine de Harvard. Salut, je suis Y AB du laboratoire de chirurgie moléculaire du Département de chirurgie de l'Hôpital général du Massachusetts et de l'École de médecine de Harvard. Bonjour, je suis Lawrence Achman, directeur du laboratoire de chirurgie moléculaire et du Département de chirurgie de l'Hôpital général du Massachusetts et de l'École de médecine de Harvard.Et je suis Mario Zika, directeur du laboratoire chirurgical de RMN à l'hôpital Massachusetts Journal et affilié au centre Aula Martin de la faculté de médecine de Harvard. Aujourd'hui, nous allons vous présenter une procédure de caractérisation moléculaire du hall de grands Melanogaster utilisant la spectroscopie de résonance magnétique nucléaire en rotation par médicango. Dans notre laboratoire, nous utilisons cette procédure pour étudier les métabolites Sila in vivo afin d'identifier des biomarqueurs de maladies contribuant au développement de nouvelles thérapies. Commençons donc.Commencez par collecter des mouches récemment écloses pendant trois jours, puis transférez-les dans des flacons contenant un milieu frais. Incubez les mouches collectées pendant cinq jours afin qu'elles aient entre cinq et huit jours au moment précédant immédiatement l'expérience. Nous utilisons uniquement des mouches mâles pour nos expériences.Préparez des tubes expérimentaux de deux millilitres pour les mouches en utilisant une aiguille à insuline chauffée à la flamme afin de percer un trou dans le bouchon du tube. Placez ensuite des mouches individuelles dans les tubes contenant un morceau de milieu de culture, 24 heures avant l'expérience. Utilisez une balance de haute précision pour peser les tubes immédiatement avant et après l'insertion des mouches, et déterminez le poids de chaque mouche en soustrayant ces deux valeurs.Une mouche mâle unique pèse généralement entre 0,7 et un milligramme avec les mouches préparées. Examinons la préparation du rotor pour la rotation à angle magique à haute résolution ou H-R-M-A-S. Pour commencer.Placer un tube unique sur de la glace pendant moins d'une minute. Pour anesthésier la mouche à l'intérieur, déposer la mouche sur une couche de papier d'aluminium posée sur de la glace et utiliser un pinceau doux pour la pousser délicatement dans l'espace creux de forme semi-sphérique de l'insert RMN. S'assurer que la mouche est complètement insérée tout en évitant toute blessure.Placer l'insert dans le tube du rotor en oxyde de zircone afin de positionner les mouches entre l'insert du rotor et le fond du rotor. Fermer maintenant l'insert avec une vis et le recouvrir de paraforme pour éviter tout contact entre la mouche et la solution standard de TSP, qui sert de référence à la fois pour le déplacement chimique de résonance et pour la quantification. Ajouter huit microlitres de solution standard de TSB au-dessus de l'insert du rotor, fixer solidement et serrer l'ensemble du rotor avec le bouchon supérieur ; une fois le rotor monté, voyons comment acquérir les données H-R-M-A-S.Introduire le rotor dans la sonde H-R-M-A-S et le positionner à l'angle magique, 54,7 degrés. Ensuite, régler la vitesse de rotation de l'H-R-M-A-S-H un MRS à deux kilohertz MAS et utiliser un contrôleur de vitesse MAS pour la stabiliser. Régler la température à quatre degrés Celsius à l'aide d'une unité BTO 2000.En combinaison avec l'unité pneumatique MAS. Les mouches sont maintenues à quatre degrés Celsius pendant leur séjour dans le spectromètre afin de maintenir l'anesthésie, préparer l'aimant, régler et adapter la bobine pour des performances optimales, puis régler le shim de l'aimant pour une qualité optimale des spectres. Une fois le réglage du shim terminé, synchronisez le délai INTERPULSE avec la fréquence de rotation MAS.Réglez le nombre de transitoires à 256 avec 32 768 points de données. Acquérez un spectre monodimensionnel à simple passage à l'aide d'une séquence d'impulsions car synchronisée au rotor, Purcell MEO kill ou écho de spin CPMG. Cette séquence fonctionne comme un filtre T deux pour éliminer l'élargissement spectral.Acquérez maintenant un spectre monodimensionnel d'une mouche unique pour tous les échantillons en utilisant une séquence topsy avec des impulsions atic. Ouvrez le rotor et retirez la mouche. Voyons maintenant comment analyser les données.Nous utilisons le logiciel mare pour analyser les spectres RM de nos échantillons. Pour commencer, utilisez une fonction d'élargissement de ligne de 0,5 hertz et appliquez-la à tous les HRM A SH un fis avant la transformation de Fourier. Référencez les spectres RM par rapport au TS P à delta égal à 0,0 partie par million.Phaser manuellement le spectre et appliquer un estimateur de ligne de base de type Whitaker afin de soustraire les composantes larges de la ligne de base avant le calcul des aires de pics. Estimer les aires de pics à l'aide du logiciel mastre. Normaliser les hauteurs de pics par rapport au TSP pour chaque spectre acquis.Examinons maintenant quelques résultats représentatifs de SRM. Voici un spectre typique de RMN HR MAS CP MG-1H obtenu chez des mouches de type sauvage Oregon R. Les principaux composants lipidiques, le glycérol et de petits métabolites tels que la béta-alanine, l'acétate, la phosphocholine et la phosphoéthanolamine ont été détectés et attribués conformément aux études antérieures. Les signaux à 2,02 parties par million ont été attribués aux protons méthyléniques du groupe propane des acides gras monoinsaturés. Les acides insaturés ont été identifiés par un signal à 5,33 parties par million, produit par les protons du groupe alkenyle.Les petits métabolites qui n'ont pas pu être attribués ou qui n'étaient pas visibles à l'aide du spectre 1D ont été détectés à l'aide de deux DH un H un top Z-H-R-M-A-S. Ainsi, nous venons de vous montrer pour la première fois comment étudier le profil biochimique de drosophiles vivants à l'aide de la spectroscopie de résonance magnétique à angle magique à haute résolution. Lors de cette procédure, il est important d'utiliser une pipette douce pour insérer les mouches sans les blesser.Veillez à ne pas trop serrer la vis afin d'éviter d'endommager l'insecte, et ne pas acquérir de spectres pendant plus d'une heure car les mouches pourraient ne pas survivre. Voilà, c'est tout. Merci d'avoir regardé et bonne chance avec votre expérience.

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