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- Commencez par pulser la drosophile anesthésiée avec un tampon dans un mélangeur pour briser les mouches en petits morceaux. Filtrez le mélange à travers un filet pour éliminer les grandes parties du corps. Ensuite, laissez les œufs couler pendant que les plus gros fragments restent à la surface et peuvent être retirés.
Répétez ce processus en utilisant un maillage plus petit pour éliminer les débris supplémentaires. Recueillez les ovules dans un flacon, et si les ovules doivent être traités avec un médicament, faites-le à ce stade. Ensuite, retirez le liquide et remplacez-le par un fixateur. Ajoutez de l’heptane pour aider le fixateur à pénétrer la membrane entourant l’œuf.
Ensuite, lavez le fixateur avec du PBS. Pour colorer les ovocytes, retirez les membranes externes protectrices pour permettre la pénétration des anticorps. Pipetez les ovocytes sur la partie givrée d’une lame de verre. Placez une lamelle sur les œufs et roulez-la doucement dans un mouvement de va-et-vient pour séparer mécaniquement le chorion et la membrane vitelline de l’œuf. Les ovocytes sont maintenant prêts à être colorés.
Dans l’exemple de protocole, nous préparerons des ovocytes en méiose I pour colorer et visualiser l’appareil fusiforme.
- Pour commencer, prédécouper l’intérieur d’un tube de 5 millilitres et d’une pipette Pasteur avec du PTB pour éviter que les ovocytes ne collent aux surfaces. Ajoutez 100 millilitres de tampon de Rob dans un mélangeur, puis ajoutez 100 à 300 mouches anesthésiées et pulsez trois fois pendant une seconde.
Filtrez la boue résultante dans un bécher de 250 millilitres à travers un grand maillage avec des pores d’environ 1500 micromètres. Laissez le filtrat se déposer pendant environ deux minutes, puis aspirez la couche supérieure, en enlevant autant de grosses parties du corps que possible. Filtrez à nouveau la boue dans un bécher de 250 millilitres à travers un maillage plus petit avec une taille de pores de 300 micromètres.
Rincez le premier bécher à l’aide d’un tampon supplémentaire dans la pipette enrobée pour recueillir les ovocytes restants. Laissez la bouillie se déposer pendant trois minutes, puis aspirez tout sauf les 10 millilitres inférieurs. Versez autant de 10 millilitres que possible dans le tube de 5 millilitres enduit. Laissez reposer la bouillie pendant environ deux minutes, puis retirez délicatement le liquide.
Ajouter le reste des 10 millilitres de bouillie et laisser le mélange se déposer à nouveau avant de retirer le liquide. Rincez tous les ovocytes restants du bécher à l’aide d’un tampon supplémentaire dans la pipette enrobée. Laissez le rinçage se déposer dans le tube de 5 millilitres pendant trois à cinq minutes.
Pour fixer les ovaires, aspirez d’abord tout le liquide des tissus et ajoutez immédiatement 1 millilitre de mélange fix. Placez les mouchoirs sur un nutator pendant deux minutes et demie. Ensuite, ajoutez 1 millilitre d’heptane, agitez le tube pendant une minute, puis laissez les ovocytes se déposer pendant une minute supplémentaire.
Retirez tout le liquide du tissu décanté, puis ajoutez 1 millilitre de 1x PBS. Faites tourbillonner le tube pendant 30 secondes, puis laissez les ovocytes se déposer pendant une minute. Après cela, retirez tout le liquide du tube et remplissez-le de cinq millilitres de 1x PBS.
À l’aide de la pipette enrobée, ajoutez environ 500 à 1 000 ovocytes dans une lame en verre dépoli. Retirez toutes les parties du corps ou tout matériau étranger à l’aide d’une pince. Placez une lamelle sur le tissu et roulez doucement les ovocytes jusqu’à ce que toutes les membranes soient retirées. Faire glisser le bord de la lamelle sur les ovocytes fonctionne bien. Vérifiez périodiquement la progression de l’élimination de la membrane au microscope. Trop de pression détruira les ovocytes.