JoVE Encyclopedia of Experiments
Biologie
0 vues • 3:56 min • April 30th, 2023
- Chez la mouche adulte, les muscles de vol indirect, ou IFM, sont les plus grands muscles de la mouche qui s’étendent sur tout le thorax. Les IFM orchestrent les mouvements d’ailes caractéristiques à haute fréquence des mouches à deux ailes, y compris la drosophile. Deux groupes de fibres musculaires opposés composent les IFM.
Tout d’abord, les muscles longitudinaux dorsaux, ou DLM, sont situés le long du plan médian du thorax au-dessus de l’intestin et s’étendent de l’avant vers l’arrière. Deuxièmement, les muscles ventraux dorsaux, ou DVM, s’étendent du haut vers le bas du thorax et sont flanqués du TDT, ou muscle de saut. Les deux groupes musculaires sont attachés à la cuticule.
Environ 48 heures après la formation du puparium, ou APF, les IFM en cours de maturation peuvent être identifiés visuellement à l’aide d’un simple microscope de dissection. Dans l’exemple de protocole, nous collecterons les IFM des pupes de plus de 48 heures APF pour une analyse à haut débit.
- Pour une dissection IFM après 48 heures d’APF, utilisez un pinceau légèrement mouillé pour transférer les pupes statagées sur une bande de ruban adhésif double face montée sur une lame de microscope. Orientez les pupes en ligne, côté ventral vers le bas et vers l’avant vers le bas de la lame. Lorsque toutes les pupes ont été placées, utilisez des pinces pour séparer et ouvrir la première cage nymphale au-dessus des spiracles antérieurs, et faites glisser doucement une paire de pinces dorsalement vers la partie postérieure, en coupant la boîte nymphale au fur et à mesure que les pinces se déplacent.
Libérez la chrysalide de l’étui ouvert et transférez immédiatement la chrysalide dans une goutte de PBS sur une deuxième lame de microscope. Lorsque toutes les pupes sont libérées, utilisez des ciseaux fins pour couper l’abdomen des pupes loin du thorax et poussez les abdomens en un tas séparé. Lorsque tous les thorax ont été enlevés, utilisez un morceau de papier de soie pour enlever la majorité du PBS et le tas d’abdomens.
Ajoutez une goutte de PBS frais et réfrigéré aux thorax restants avant d’utiliser les ciseaux pour couper de la tête le long de l’axe longitudinal du corps en un seul mouvement pour diviser le thorax en deux. Lorsque toutes les pupes ont été disséquées, utilisez la pince numéro cinq pour sélectionner l’une des hémisections et insérez doucement les pointes d’une pince au-dessus et en dessous du milieu des IFM.
En tenant la première paire de pinces immobile, utilisez des ciseaux fins pour couper une extrémité de l’IFM loin de la cuticule et des tendons avant de faire pivoter la chrysalide de 180 degrés pour permettre à l’autre extrémité de l’IFM d’être coupée de la cuticule et des tendons. À l’aide d’une pince, transférez le faisceau IFM du thorax au bord de la bulle PBS en utilisant la tension de l’eau pour maintenir le faisceau en place.
Ensuite, poussez la carcasse du côté opposé de la glissière et disséquez le reste des IFM de la même manière. Lorsque tous les IFM ont été collectés, utilisez la pince numéro cinq pour retirer tout fragment de muscle de saut ou de cuticule qui aurait pu se retrouver dans les échantillons. Ensuite, utilisez la tension de l’eau pour capturer doucement les IFM disséqués entre une paire de pinces et placez les IFM dans un tube de microcentrifugation de 1,5 millilitre contenant 250 microlitres de PBS réfrigéré.