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- Le traitement chimiothérapeutique des tumeurs cible généralement les cellules hautement prolifératives, laissant derrière eux un petit sous-ensemble de la population de cellules souches, conduisant à la récapitulation de la tumeur. Ces cellules souches sont appelées la population latérale. Étant donné que la population latérale manque de marqueurs cellulaires spécifiques, nous utilisons un test d’efflux de colorant pour les isoler des autres cellules tumorales.
Pour commencer, ajoutez le colorant Hoechst aux cellules tumorales isolées du poisson-zèbre. Hoechst pénètre dans le noyau et se lie à la région riche en A-T dans le sillon mineur de l’ADN. La population latérale des cellules a une concentration plus élevée de transporteurs ABC à la surface, ce qui entraîne l'efflux rapide du colorant à l'extérieur de la cellule, affichant une faible fluorescence.
Prenez un autre flacon de cellules tumorales traitées à Hoesct et ajoutez-y du vérapamil. Ce flacon agit comme un contrôle, car le vérapamil bloque les transporteurs ABC, ce qui entraîne une réduction de l’efflux de hoechst, augmentant ainsi la fluorescence dans la population latérale.
Incuber les cellules de contrôle et d’échantillonnage dans l’obscurité. Ensuite, contre-colorant les cellules avec de l’iodure de propidium qui pénètre exclusivement dans le noyau des cellules mortes et s’intercalent entre les bases de l’ADN, colorant les cellules mortes en rouge. Enfin, triez les cellules à l’aide d’un trieur de cellules activé par fluorescence. Dans le protocole suivant, nous isolerons la population latérale de cellules tumorales du poisson zèbre.
- Avant la coloration cellulaire, diluez le colorant Hoechst dans de l’eau sans nucléase pour obtenir une solution de travail d’un milligramme par millilitre. Conservez la solution préparée recouverte d’une feuille d’aluminium à 4 degrés Celsius, puis dissolvez 49,1 milligrammes de vérapamil dans un millilitre de DMSO pour obtenir une solution inhibitrice de 100 micromolaires.
Ensuite, préparez l’échantillon en ajoutant 2,5 microlitres de DMSO FBS/PBS, 15 microlitres de colorant Hoechst d’un milligramme par millilitre et 10 aux six cellules tumorales dans un tube FACS d’un volume final d’un millilitre.
Pour préparer le contrôle, ajoutez FBS/PBS, 2,5 microlitres de 100 millimolaires de vérapamil, 15 microlitres d’un milligramme par millilitre de colorant Hoechst. Ajoutez 10 cellules tumorales aux 6, avec un volume final d’un millilitre.
Incuber l’échantillon et le témoin dans un bain-marie à 28 degrés Celsius dans l’obscurité pendant 120 minutes. Après l’incubation, placez immédiatement les cellules sur de la glace et conservez-les dans l’obscurité.
Centrifugez les cellules à 300 fois G, 4 degrés Celsius pendant six minutes. Retirez ensuite le surnageant et lavez les cellules avec un millilitre de FBS/PBS. Faites tourner les cellules à 300 fois G, 4 degrés Celsius pendant six minutes une fois de plus.
Une fois les cellules granulées, retirez le surnageant et remettez les cellules en suspension dans un millilitre de FBS/PBS. Conservez les échantillons à 4 degrés Celsius, jusqu’au tri des cellules. 15 minutes avant le tri des cellules, ajoutez deux microlitres d’un milligramme par millilitre de solution mère d’iodure de propidium pour chaque millilitre de suspension cellulaire. Ensuite, faites bien vortex les échantillons.
Analysez les suspensions de cellules T-ALL colorées du poisson-zèbre à l’aide d’un trieur de cellules activé par fluorescence. Excitez des échantillons à l’aide d’un laser UV pour l’analyse des colorants Hoechst et d’un laser de 488 nanomètres pour la détection des cellules T-ALL positives à l’iodure de propidium ou à la GFP.
- Il peut être nécessaire d’optimiser le nombre de cellules, la concentration du colorant, la température d’incubation et la durée d’incubation pour chaque type de cellule utilisé, et des modifications apportées à chacune de ces conditions peuvent modifier considérablement les résultats de l’essai.