Name: Microinjections intraveineuse de larves de poisson zèbre pour étudier lésions rénales aiguës (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-08-04T17:32:00.000+00:00
Duration: 15 min 55 s
Description: Découvrez la microinjection intraveineuse de gentamicine chez les larves de Danio rerio pour induire des lésions rénales aiguës. Cette méthode combine immunohistochimie et analyse structurale pour visualiser les dommages tubulaires.

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Ce travail a été financé par le US National Institutes of Health (NIH) et les subventions R01DK069403 P30DK079307.

<ol><li>Hentschel, D. M., Park, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+renal+failure+in+zebrafish%3A+a+novel+system+to+study+a+complex+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Acute renal failure in zebrafish: a novel system to study a complex disease.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 288 (5), F923-F929 (2005).</li>
<li>Majumdar, A., Lun, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+no+isthmus+reveals+a+role+for+pax2.1+in+tubule+differentiation+and+patterning+events+in+the+pronephric+primordia%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Zebrafish no isthmus reveals a role for pax2.1 in tubule differentiation and patterning events in the pronephric primordia.</a> Development. 127 (10), 2089-2098 (2000).</li>
<li>Weinstein, B. M., Stemple, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gridlock%2C+a+localized+heritable+vascular+patterning+defect+in+the+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Gridlock, a localized heritable vascular patterning defect in the zebrafish.</a> Nat Med. 1 (11), 1143-1147 (1995).</li>
<li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWesterfield%2C+M+%22The+Zebrafish+Book%22">The Zebrafish Book</a>. , University Oregon Press. Oregon. (1993).</li>
</ol>

Dans cet article, la vidéo, nous avons démontré une technique de microinjection par voie intraveineuse pour un modèle AKI, en créant la gentamicine médiation dommages tubulaires proximales chez les larves de poisson zèbre. Ce dommage résulte en la formation d&#39;péricardique et / ou œdème brute, reflétant une incapacité à réguler l&#39;équilibre hydrique. Nous avons aussi décrit une expérience d&#39;immunohistochimie avec un anticorps qui marque tubules rénaux différenciées (Majumdar et al. 2000), montrant une perte de la polarité cellulaire et une perturbation du tube contourné proximal dans les reins endommagés. Microinjections intraveineuse représentent une méthode efficace pour livrer une substance soluble dans le sang des larves de poisson zèbre. Cette technique est un excellent outil pour l&#39;introduction d&#39;une variété de substances et à l&#39;aide d&#39;une injection fluorescentes uniformes marqueur peut être répété de nombreuses fois au cours permettant des résultats cohérents.

<table><tbody><tr><td>&amp;alpha;6F, anticorps monoclonal de souris</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Support de bloc EBH-2</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>15899</td><td></td></tr><tr><td>Capillaires en verre borosilicaté</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>TW100-6</td><td></td></tr><tr><td>Tubes capillaires R-6, tubes en verre sur mesure</td><td>Drummond Scientific</td><td>9-000-3000</td><td></td></tr><tr><td>Poudre de catalyseur</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>02618</td><td></td></tr><tr><td>Cy3</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>155-165-003</td><td></td></tr><tr><td>Dextrane 10k jaune lucifer, fixable par la lysine</td><td>Molecular Probes, Life Technologies</td><td>D1825</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8418</td><td></td></tr><tr><td>Cil</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>113</td><td></td></tr><tr><td>Sulfate de gentamicine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8648</td><td></td></tr><tr><td>Vials en verre de 4 ml</td><td>Weathon</td><td>225012</td><td></td></tr><tr><td>Plaque de fer</td><td>Narishige International</td><td>IP</td><td></td></tr><tr><td>Solution d'inclusion JB-4 A</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>0226A</td><td></td></tr><tr><td>Solution d'inclusion JB-4 B</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>0226B</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulateur à manette</td><td>Narishige International</td><td>MN 151</td><td></td></tr><tr><td>Support magnétique</td><td>Narishige International</td><td>MN-151</td><td></td></tr><tr><td>Pompe microsyringe manuelle</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Appareil de microinjection</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>PV820</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulateur</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>M3301R</td><td></td></tr><tr><td>Microtome</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>Shandon Finesse</td><td></td></tr><tr><td>Huile minérale, légère</td><td>Fisher Scientific</td><td>0121-1</td><td></td></tr><tr><td>Tire-lames pour pipettes</td><td>Kopf Instruments</td><td>720</td><td></td></tr><tr><td>Bac à moule en plastique</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>16643A</td><td></td></tr><tr><td>Lame de rasoir</td><td>VWR international</td><td>55411-050</td><td></td></tr><tr><td>Plaque chauffante pour lames</td><td>Labline Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscopeur à échelle</td><td>WARD&amp;rsquo;s Natural Science</td><td>94 W 9910</td><td></td></tr><tr><td>Base inclinable</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>TB 1</td><td></td></tr><tr><td>Poudre de tricaine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A-5040</td><td></td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P7949</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Leica Microsystems</td><td>S6F</td><td>Microscope stéréo</td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Leica Microsystems</td><td>M205FA</td><td>Microscope à fluorescence</td></tr></tbody></table>

microinjections intraveineuse de larves de poisson zèbre pour étudier lésions rénales aiguës

Intravenous Microinjections of Zebrafish Larvae to Study Acute Kidney Injury

Dans cet article, vidéo, nous décrivons un modèle de poisson zèbre en utilisant des AKI que la gentamicine nephrotoxicant. La technique consiste à microinjections intraveineuse sur 2 zebrafish DPF. Cette technique représente une méthode efficace et rapide pour livrer des substances solubles dans le sang des larves de poisson zèbre, permettant l&#39;injection de poissons 15-20 par heure. En plus des études AKI, cette technique de micro-injection peut également être utilisé pour d&#39;autres types d&#39;études expérimentales telles que l&#39;angiographie. Nous fournissons un protocole détaillé de la technique de l&#39;équipement nécessaire pour des mesures visuelles de la fonction rénale diminuée. En outre, nous avons également démontrer le processus de fixation, immunohistochimie monter l&#39;ensemble avec un marqueur tubules rénaux, enrobage de plastique et de sectionner le poisson zèbre larvaire. Nous démontrons que les larves de poisson zèbre injecté avec la gentamicine montrent des caractéristiques morphologiques compatibles avec AKI: œdème, perte de polarité cellulaire dans les cellules épithéliales des tubules proximaux, et les perturbations morphologiques du tubule.

Nous décrivons une technique de micro-injection de la famille des aminosides, la gentamicine, en 2 jours post-fetilization (DPF) des larves de poisson zèbre pour induire des lésions rénales aiguës (IRA). Nous décrivons également une méthode pour monter toute l&#39;immunohistochimie, plastique enrobage et de sectionnement des larves de poisson zèbre pour visualiser les dégâts médiation AKI.

Microinjections intraveineuse de larves de poisson zèbre pour étudier lésions rénales aiguës

Dans cet article vidéo, nous décrivons un modèle d'insuffisance rénale aiguë (IRA) chez le poisson-zèbre utilisant la gentamicine comme agent néphrotoxique. La technique consiste en des micro-injections intraveineuses...

L'objectif général de cette procédure est de créer un modèle de lésion rénale aiguë chez le poisson zèbre en utilisant le glycoside AMG, la gentamicine, comme néphrotoxine. Cela est réalisé en injectant d'abord de la gentamicine dans la veine cardinale commune de larves de poisson zèbre à deux jours post-fécondation. La deuxième étape de la procédure consiste à évaluer les phénotypes de type emus chez les larves injectées à quatre jours post-fécondation.La troisième étape de la procédure consiste à traiter des zebrafish quatre jours après la fécondation pour une coloration en immunohistochimie à l'aide d'un anticorps dirigé contre l'épithélium des tubules rénaux am. La dernière étape de la procédure est de sectionner les zebrafish, larves, et de les observer afin de détecter des tubules endommagés en raison de la perte de polarité cellulaire et de la perturbation de la structure des tubules. En définitive, des résultats peuvent être obtenus montrant des segments de tubules rénaux endommagés par immunohistochimie à l'aide d'un anticorps contre l'épithélium rénal.Bonjour, je suis Carala San Cosentino du laboratoire de Neil Hari, du département de biologie du développement à l'Université de Pittsburgh. Aujourd'hui, nous allons vous montrer une procédure permettant d'injecter par microinjection l'aminoglycoside gentamicine chez des larves de poisson zèbre âgées de deux jours après la fécondation. Nous utilisons cette procédure dans notre laboratoire afin d'induire une lésion rénale aiguë chez les larves de poisson zèbre.Commençons. Commencez par faire se reproduire des zebrafish adultes trois nuits avant l'expérience prévue. Pour obtenir des embryons au stade de deux jours post-fécondation, préparez le milieu E3 en utilisant du chlorure de sodium à cinq millimolaire, du chlorure de potassium à 0,17 millimolaire, du chlorure de calcium à 0,33 millimolaire, du sulfate de magnésium à 0,33 millimolaire, récupérez les embryons et placez-les dans une boîte de Pétri contenant de l'eau E3 réchauffée, dans un incubateur à 28,5 degrés Celsius.Retirer tous les embryons morts de la boîte de Pétri à la fin de la première journée. Répartir les embryons en groupes de 80 à 100 par boîte de Pétri. Préparer des aiguilles en verre pour injection en tirant des capillaires à l’aide d’un tireur d’électrodes afin d’obtenir un diamètre final d’environ 10 à 20 microns.Après l'étirage, placez la capillaire sous un microscope stéréo et utilisez une règle pour marquer environ dix lignes d'un millimètre le long de l'aiguille à l'aide d'un feutre indélébile. Conservez les aiguilles dans une grande boîte de Pétri sur des supports en argile. Ensuite, préparez la pipette de maintien par chauffage à la flamme.Polissage de l'extrémité d'une capillaire en verre de borosilicate à paroi mince. Tenir la capillaire en verre à l'aide de longues pinces et chauffer l'extrémité de la capillaire en la plaçant verticalement au-dessus du cône interne bleu pâle de la flamme pendant une à deux secondes. Faire rouler la capillaire afin d'obtenir une fusion uniforme.Répétez cela plusieurs fois, puis examinez le capillaire au microscope à l’aide d’un micromètre de plateau. Le diamètre du capillaire doit être compris entre 0,4 et 0,5 millimètre. Après avoir préparé les capillaires et leurs supports, remplissez la pompe microsérique manuelle avec de l’huile minérale selon les instructions du fabricant.Insérez le support de pipette dans un manipulateur à manette connecté par un support magnétique à une plaque de fer. Préparez 20 microlitres du mélange d'injection de néphrotoxine. 2,4 nanolitres de gentamicine et 17,6 nanolitres de dextran jaune lucifer dans le rva témoin.La gentamicine est remplacée par une solution saline. Préparez deux boîtes de Pétri de 30 millimètres contenant chacune deux millilitres d'huile minérale près du microscope d'injection, afin d'y déposer les mélanges néphrotoxiques et les témoins avant l'injection. Préparez l'anesthésique en dissolvant 400 milligrammes de poudre de trica dans 97,7 millilitres d'eau doublement distillée et 2,1 millilitres de triss à une molaire, puis ajustez à un pH de sept.Conserver cette solution mère au congélateur dans de l'Eloqua de 4,2 millilitres. Pour utiliser la trica comme anesthésique, diluer la solution mère de trica de 4,2 millilitres dans 100 millilitres d'E trois et la laisser à température ambiante. Préparer ensuite les larves pour l'injection sous un microscope stéréo en retirant manuellement les cocons à l’aide de pinces fines. Anesthésier les larves de poisson zèbre en les transférant dans une boîte de Pétri contenant de la trica préalablement réchauffée à température ambiante.Les larves de poisson zèbre doivent être exposées au trica pendant au moins 15 minutes. Avant de commencer les micro-injections, ouvrez l'extrémité de l'aiguille d'injection à l'aide d'une lame de rasoir. Tenez la lame selon un léger angle pour créer un biseau et coupez l'extrémité de façon à obtenir une ouverture d'environ 10 à 20 microns de diamètre.Mettez sous tension l'alimentation électrique et l'arrivée d'air de l'appareil de microinjection. Insérez l'aiguille dans le porte-aiguille. Remplissez l'aiguille en déposant une goutte de 10 microlitres de la solution d'injection dans la boîte de Pétri remplie d'huile.Sous le microscope, allumez la pompe manuelle de type pico-pompe et plongez légèrement la pointe de l'aiguille. Dans la goutte, réglez la pico-pompe sur la position de ventilation pour remplir l'aiguille. Cette opération prendra quelques minutes.Si la solution pénètre trop rapidement dans l'aiguille, le diamètre de l'embout est trop grand et les injections ne seront pas précises. Une fois l'aiguille remplie, régler la pompe picolitre sur la position de maintien afin d'étalonner l'aiguille, puis positionner l'interrupteur de la pompe picolitre sur « gated ». Appuyer sur la pédale pour vider l'aiguille et noter le temps, en secondes, nécessaire pour que le ménisque passe d'une graduation millimétrique à la suivante. Répéter cette opération trois fois, diviser le temps moyen par 30 (ce qui correspond au volume en nanolitres associé à une distance linéaire d'un millimètre) et obtenir ainsi le nombre de millisecondes nécessaires pour délivrer un nanolitre de solution.Régler le bouton de la période d'intervalle sur ce nombre et déplacer l'interrupteur de temps à porte sur « temporisé ». Le pompe à pulsations est maintenant réglée pour délivrer une impulsion d'une nanolitre de solution. Ensuite, placer la boîte de Pétri contenant les larves sous le microscope.Grouper les larves au centre de la boîte de Pétri et régler le microscope. Placer la pipette de maintien dans la seringue micrométrique manuelle située du côté opposé au micro-injecteur, puis avancer sa pointe jusqu'à la boîte de Pétri, dans le plan de focalisation du microscope. La courber selon un angle assez faible afin que l'extrémité même de la pipette de maintien touche le fond de la boîte de Pétri et soit proche de l'horizontale.Passer à un grossissement plus élevé sur le microscope et utiliser un cil super fin muni d'un manche. Positionner le poisson-zèbre larvaire en position dorsale vers le bas, avec le vitellus très proche de la pipette de maintien. Tourner le micromètre actionnant la pompe manuelle de microsyringe dans le sens inverse des aiguilles d'une montre afin de maintenir le poisson-zèbre larvaire en aspirant le vitellus dans la pipette de maintien.Veillez à ne pas tourner trop loin le micromètre, car le vitellus peut éclater. Si l'on aspire trop profondément dans la pipette de maintien, concentrez-vous sur la veine cardinale commune en formation, située au-dessus du vitellus juste sous le péridrome, et qui constitue un site à fort débit sanguin. À l’aide du micromanipulateur de l’appareil d’injection.Introduisez l'aiguille dans la veine cardinale commune en formation. Il est généralement nécessaire de ramener légèrement l'aiguille en arrière après l'insertion, car la veine cardinale commune est très superficielle. Si le bourrelet du larve est correctement maintenu avec la pipette de maintien, il ne tournera pas lorsque l'aiguille pénétrera.Injectez un nanolitre de solution en appuyant sur la pédale du pied. Ensuite, relâchez les larves à partir de la pipette de maintien et remettez-les dans l'eau des larves. Pour vérifier la réussite de la microinjection, surveillez la présence du dextran jaune luciférine dans le cœur des larves de poisson zèbre.Sous un microscope à fluorescence, le jaune de luciférine reste visible dans le système circulatoire pendant environ 20 minutes ; remettez les larves dans du milieu E3 frais quatre jours après la fécondation. Placez entre 10 et 15 larves de poisson-zèbre dans des vials en verre de quatre millilitres et fixez-les dans un millilitre de solution de Dent pendant quatre heures à température ambiante. Réhydratez les larves dans un tampon P-B-T-P-B-S au méthanol progressif avec 0,5 % de Tween, selon une série allant de 75 à 25, de 50 à 50, de 25 à 75, puis 100 % de PBT, en pipettant la solution usagée et en ajoutant une solution neuve dans le même vial.Un millilitre de solution par flacon. Vingt minutes dans chaque solution. Les larves ne doivent jamais être exposées à l'air.Gardez toujours une petite quantité de solution recouvrant les larves. Lors du changement de solution, retirez le PBT et remplacez-le par un millilitre de solution de blocage PBS contenant 1 % de DMSO et 0,5 % à 10 % de sérum de chèvre normal pendant trois heures à quatre degrés Celsius sur un agitateur. Transférez les larves dans un eppendorf de deux millilitres.Éliminer le sérum bloquant et le remplacer par 300 microlitres d'anticorps primaire. Un anticorps monoclonal sodium potassium à TPS à une dilution de un à 25 d'alpha six F supernat, et 300 microlitres de solution d'incubation PBS avec 1 % DMSO, 0,5 % Tween 20 et 22 % de sérum de chèvre normal, laisser toute la nuit à quatre degrés Celsius sur un agitateur. Éliminer l'anticorps primaire et rincer trois fois pendant 30 minutes chacune avec un millilitre de solution d'incubation à température ambiante, en plaçant sur un agitateur pour chaque rinçage.Incubez ensuite avec l'anticorps secondaire dilué au 1/500 dans la solution d'incubation pendant deux heures à température ambiante. Après ce lavage, effectuez trois lavages de 30 minutes chacun avec du PBT, puis déshydratez les larves à l'aide d'une série progressive d'éthanol en laissant 10 minutes à chaque étape. Préparez la solution d'infiltration en utilisant 25 millilitres de solution de montage JB4 A et 0,24 gramme de catalyseur, que vous laissez dissoudre pendant 20 à 30 minutes. Cette solution peut être conservée à 4 degrés Celsius pendant un mois au maximum.Éliminer l'éthanol à 100 % et le remplacer par une solution d'infiltration plastique. Placer les tubes à quatre degrés Celsius sur un agitateur rotatif et laisser l'infiltration se poursuivre pendant environ 30 minutes, jusqu'à ce que les larves coulent au fond du tube. Pour inclure les larves, placer le plateau de moulage en plastique sous un microscope stéréoscopique.Transférez les larves avec suffisamment de solution d'infiltration pour les recouvrir dans les coupelles. Le milieu d'inclusion en plastique est préparé dans un petit tube en plastique. Nous incluons généralement quatre à cinq larves à la fois, en utilisant une larve par coupelle, et préparons cinq millilitres de plastique d'inclusion.Ajouter 35 microlitres de JB quatre, solution d'inclusion B, pour chaque millilitre de solution d'infiltration ; bien mélanger en pipetant plusieurs fois vers le haut et vers le bas avec une pipette en plastique ou une pastille pour s'assurer que le JB quatre polymérisera correctement. Une fois que 5 millilitres de plastique d'inclusion ont été préparés, retirer le plastique d'infiltration des échantillons ronds à l’aide d’une pipette pastille. Remplir la coupelle avec le plastique d'inclusion ; le plastique doit suinter de la coupelle afin d’assurer une bonne fixation du porte-échantillon au spécimen.Pour détecter les tubules rénaux du poisson zèbre, les coupes transversales sont les plus adaptées à cet effet. Les larves doivent être incluses verticalement, tête en bas, à l'aide d'un cil muni d'un manche ou de pinces fines.Positionner périodiquement les larves verticalement jusqu'à ce que le plastique soit suffisamment dur pour qu'elles ne bougent plus de leur position. Cela prend environ 20 à 30 minutes. Ensuite, placer le support double bloc EVH au-dessus des godets et laisser le plateau à quatre degrés Celsius toute la nuit jusqu'à ce que la polymérisation soit complète.Placez l'échantillon dans le porte-morceau du microtome et réglez le réchauffeur de lames sur 45 degrés Celsius. Versez de l'eau déionisée dans un bécher et placez-le près du microtome avant la sectionnement. Assurez-vous que le bloc est orienté de manière à obtenir des sections transversales parfaites des larves.Les leviers de réglage de l'orientation de la tête peuvent être tournés et la rétroéclairage lors du positionnement de l'échantillon. Couper des sections épaisses à travers la tête. Orienter les blocs de manière à prélever des sections équivalentes des yeux pour chaque larve.Lorsque les nageoires pectorales apparaissent dans les sections, c'est là que commencent les tubules primitifs. À partir de ce moment, découpez environ 32 tranches de 4 microns dans les blocs. Ramassez les sections avec une pince et laissez-les tomber dans le bécher contenant de l'eau sans toucher l'eau avec la pince.La section s'étendra dès qu'elle touchera la surface de l'eau. Vous pouvez maintenant la récupérer sur une lame. Insérez la lame dans l'eau selon un angle de 45 degrés et approchez-vous de la section à l'aide d'un cil muni d'un manche en ne touchant que les bords de la section, incubez les lames sur un réchauffeur de lames jusqu'à ce qu'elles soient complètement sèches, puis observez les sections au microscope épifluorescent ou confocal.Lorsqu'elle est réalisée correctement, une larve injectée apparaît comme illustré ici sur l'image supérieure, avec le dextran jaune fluorescent de la luciférase présent dans le système vasculaire des larves. Si l'injection est trop profonde, comme dans l'image inférieure, le matériel injecté peut être observé dans le sac vitellin ou le cœur peut être perforé, provoquant un saignement excessif. Les larves ont développé un œdème péricardique consécutif à la néphrotoxicité de la gentamicine, comme observé ici.Les larves témoins en haut ne présentent aucun œdème péricardique. Cependant, lorsqu'elles sont injectées avec de la gentamicine, 80 % des larves de poisson zèbre présentent un œdème modéré ou sévère, comme indiqué par les flèches dans les panneaux du milieu et du bas. Nous utilisons un système de classification basé sur le phénotype, dans lequel les larves présentant un œdème modéré montrent un œdème péricardique évident, mais aucun autre phénotype observable.Lorsque les larves présentant un œdème sévère montrent un œdème péricardique et du tronc, l'absence de circulation dans le tronc et une courbure anormale légère à modérée en utilisant un anticorps tubulaire rénal dirigé contre l'ATPase sodium-potassium. Les tubules endommagés sont visualisés en coupes transversales, avec une perte évidente de la polarité cellulaire dans les panneaux C et D, ainsi qu'une rupture tubulaire dans les tubules lésés par rapport aux témoins des panneaux A et B. Ce schéma est constant à travers plusieurs coupes transversales lors de la comparaison des sections. Les nageoires pariétales et les tubules contournés proximaux sont utilisés comme marqueurs anatomiques.Nous venons de vous montrer comment induire une lésion aiguë du rein chez des larves de poisson zèbre. Lorsque vous effectuez cette procédure, il est important de vous souvenir d'utiliser des aiguilles d'injection ayant un diamètre de 10 à 20 micromètres. Il peut être nécessaire de polir quelques pipettes de maintien à l'aide d'une flamme afin d'obtenir des embouts appropriés, mais une fois que vous en avez une, vous pouvez simplement la conserver car elle peut durer plusieurs séances d'injection.En outre, il est important de s'assurer qu'aucune bulle d'air ne soit présente dans l'appareil micro-série JA, car cela réduirait la performance du système. Enfin, positionner le poisson verticalement pendant l'encapsulation afin d'obtenir une coupe transversale parfaitement transversale du tubule rénal. Voilà, c'est tout.Merci d'avoir regardé et bonne chance avec vos expériences.

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Biologie

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