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Commencez par la fraction membranaire totale d’une bactérie à Gram négatif, y compris les vésicules membranaires internes et externes, en suspension dans un saccharose à faible densité qui préserve l’intégrité structurelle.
Pour séparer les vésicules membranaires, ajoutez séquentiellement des solutions de saccharose de haute densité et de densité moyenne dans un tube d’ultracentrifugation.
Ensuite, ajoutez la fraction membranaire et le saccharose à faible densité pour créer un gradient discontinu de saccharose.
Ultracentrifugeuse pour séparer les vésicules en fonction de leur densité.
Les vésicules de la membrane interne moins denses forment une couche au sommet.
Les vésicules de la membrane externe plus denses, riches en lipopolysaccharides et en protéines, forment une bande à l’interface des solutions de saccharose de moyenne et haute densité.
Récupérez la couche interne de la membrane et jetez la solution de gradient en laissant une petite quantité.
Ensuite, récupérez la couche de membrane externe.
Ajoutez une mémoire tampon de stockage à chaque fraction pour la stabilisation.
Centrifuger pour séparer les vésicules et retirer le surnageant.
Remettez en suspension les vésicules membranaires purifiées, homogénéisez-les et stockez-les à basse température pour une analyse plus approfondie.
Pour préparer le gradient de saccharose, tenez un tube en polypropylène ou en tube Open-Top ultra-clair dans une position légèrement inclinée.
Ajoutez lentement deux millilitres de la solution de saccharose de densité plus élevée. Ajoutez ensuite quatre millilitres de solution de saccharose de faible densité. Lors de la préparation du gradient de densité, ajoutez lentement la solution de saccharose pour éviter de mélanger les couches.
Les couches de saccharose doivent être légèrement visibles et sembler généralement définies. Ensuite, ajoutez la fraction totale de la membrane qui a été précédemment remise en suspension dans un millilitre de solution de saccharose isopycnique de faible densité. Enfin, remplissez le reste du tube en ajoutant environ six millilitres de la solution de gradient de saccharose isopycnique de faible densité.
Ultracentrifugez les échantillons à l’aide d’un rotor à godets oscillants à 288 000 fois G et quatre degrés Celsius pendant 16 à 23 heures. Coupez l’extrémité d’une pointe de pipette P1000 à environ cinq millilitres de la pointe. Une fois la centrifugation terminée, utilisez la pipette pour retirer la couche supérieure brune du tube.
Transférez cette couche, qui contient la fraction de la membrane interne, dans une bouteille en polycarbonate pour l’ultracentrifugation. Laissez environ deux millilitres de la solution de saccharose au-dessus de l’interface entre le saccharose à 53 % et le saccharose à 73 % pour vous assurer que la fraction inférieure et blanche de la membrane externe ne contamine pas la fraction de la membrane interne. À l’aide d’une pointe de pipette P1000 avec l’extrémité retirée, retirez la couche externe de la membrane et transférez-la dans un flacon en polycarbonate.
Remplissez le vide restant de la bouteille en polycarbonate avec un tampon de stockage à membrane isolé et mélangez par inversion ou par pipetage. Conservez les échantillons sur de la glace. Pour collecter les membranes, ultracentrifugez les bouteilles en polycarbonate à 184 500 fois G et quatre degrés Celsius pendant une heure.
Enfin, jetez les surnageants et ajoutez 500 à 1 000 microlitres de tampon de stockage. Remettre les membranes en suspension par homogénéisation Dounce. Prélever les échantillons dans des tubes à centrifuger de deux millilitres.