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Commencez avec des vers adultes C . elegans du même âge, stériles et fraîchement tués avec des cuticules perméabilisées, en suspension dans un tampon.
Ces vers sont infectés par des bactéries dans leur tractus intestinal.
Prenez une plaque de puits profond contenant des particules abrasives dans un tampon et transférez un seul ver dans chaque puits.
Couvrez la plaque d’un film d’étanchéité et d’un couvercle.
Incuber la plaque à basse température pour éviter la surchauffe lors de la perturbation des tissus.
Appuyez sur le couvercle pour sceller les puits.
À l’aide d’un perturbateur tissulaire, secouez mécaniquement la plaque. Les particules abrasives perturbent les tissus des vers, libérant des bactéries intestinales.
Tapotez la plaque et centrifugez-la pour granuler le contenu.
Mélangez le contenu pour répartir uniformément les bactéries, puis transférez-les dans des puits frais.
Diluer en série la suspension bactérienne dans un tampon.
Déposer les dilutions sur des plaques de gélose et incuber pour permettre la formation de la colonie.
Comptez les colonies pour quantifier la variation des charges bactériennes intestinales entre les vers individuels.
Pour se préparer à la rupture mécanique des vers, procurez-vous une plaque stérile de deux millilitres à 96 puits de profondeur et un couvercle de plaque en silicone.
À l’aide d’une spatule à cuillère stérile, ajoutez une petite quantité de carbure de silicium stérile à grille 36 dans chaque puits, de sorte que la grille recouvre à peine le fond du puits. Ajoutez 180 microlitres de tampon à vers M9 dans chaque puits. Étiquetez les colonnes et les rangées, puis recouvrez la plaque sans serrer avec le couvercle de la plaque de silicone.
Ensuite, transférez les vers perméabilisés dans une petite boîte de Pétri avec M9TX-01 remplie jusqu’à une profondeur d’un centimètre. À l’aide d’un microscope de dissection, pipetez des vers individuels dans des volumes de 20 microlitres et transférez-les dans des puits individuels de la plaque de 96 puits. Pour éjecter les vers collés à la pipette, aspirez 20 microlitres de M9TX-01 d’une zone dégagée de la boîte de Pétri et relâchez-le dans la boîte. Une fois que tous les vers sont transférés, couvrez la plaque de 96 puits d’une feuille de film d’étanchéité flexible avec le côté papier vers le bas sur les puits d’échantillon.
Placez légèrement le tapis d’étanchéité en silicone sur le film d’étanchéité flexible sans appuyer sur le couvercle dans les puits. Placez la plaque à quatre degrés Celsius pendant 30 à 60 minutes pour éviter la surchauffe lors d’une perturbation. Après avoir refroidi la plaque, appuyez fermement sur le tapis d’étanchéité en silicone dans les puits pour les sceller.
Fixez ensuite les plaques dans le perturbateur tissulaire. Agitez les plaques pendant une minute à 30 hertz. Ensuite, faites pivoter les plaques de 180 degrés et secouez à nouveau pendant une minute.
Tapotez fermement les plaques sur le banc deux ou trois fois pour déloger tout grain du film d’étanchéité flexible. Centrifugez les plaques à 2 400 fois g pendant deux minutes pour prélever les échantillons au fond des puits. Retirez ensuite le couvercle en silicone et retirez le film d’étanchéité.
Pour préparer une dilution en série décuplée des digestions de vers, remplissez 180 microlitres d’un PBS X dans les rangées B à D d’une plaque à 96 puits. À l’aide d’un pipeteur multi-puits réglé à 200 microlitres, mélangez lentement la digestion du ver par pipetage. Transférez la quantité maximale de liquide dans la rangée A de la plaque à 96 puits contenant le PBS.
À l’aide d’une pipette multicanaux, prélever 20 microlitres de la rangée supérieure et distribuer dans la rangée B, puis mélanger. Répétez cette étape pour les rangées B à C, puis C à D pour obtenir une dilution de 1000 fois. Pour la quantification bactérienne des vers monocolonisés, déposer 10 à 20 microlitres de chaque dilution sur des plaques de gélose solide. Pour la colonisation multi-espèces, plaquez 100 microlitres de chaque dilution sur des plaques de gélose de 10 centimètres.