Préparation d’une plaque microfluidique avec des cellules bactériennes

Prenons une plaque microfluidique contenant des paires de puits d’entrée et de sortie reliés par des canaux microfluidiques, qui incluent des canaux serpentins et un canal expérimental.

Pour amorcer les canaux, ajoutez des médias à la sortie en forme.

Placez la plaque dans une étape de plaque et scellez-la avec un couvercle stérilisé.

Activez le flux de média du puits de sortie vers le puits d’entrée pour éliminer les poches d’air piégées dans les canaux.

Enlève l’assiette. Éliminez le milieu résiduel du puits de sortie et ajoutez une culture bactérienne.

Au puits d’entrée, ajoutez un nouveau substrat pour éviter le retour d’air. Remettez l’assiette sur la scène.

Lors de l’observation au microscope, reprenez le flux pour attirer les cellules dans le canal expérimental.

Ajustez le débit pour éviter l’entrée des cellules dans les canaux serpentins afin d’éviter l’obstruction.

Arrêtez le flux et incubez pour faciliter l’attachement bactérien.

Retirez la plaque et jetez la culture bactérienne résiduelle et le substrat.

Les bactéries à l’intérieur de la plaque microfluidique sont désormais prêtes pour d’autres expériences.

Pour l’amorçage, retirez d’abord la plaque microfluidique à 48 puits de l’emballage, sans toucher la surface du verre au bas de la plaque, puis nettoyez la lame en verre au fond de la plaque avec un mouchoir de lentille. Pour amorcer les canaux microfluidiques, pipettez 200 microlitres à 37 degrés Celsius avec un minimum de milieu dans le puits de sortie, en veillant à éviter les bulles. Ensuite, placez la plaque sur l’étage de la plaque.

Essuyez l’interface avec de l’éthanol, puis la scellez sur l’étage de la plaque une fois l’éthanol séché. En mode manuel sur le module de contrôle, réglez le fluide en bouillon Luria-Bertani à 37 degrés Celsius, et le cisaillement maximal à cinq dyne par centimètre carré. Cliquez sur les puits de sortie pour activer le flux de la sortie vers le puits d’entrée, afin d’amorcer les canaux.

Après cinq minutes, mettez en pause le flux pour préparer le semis, puis retirez soigneusement l’assiette de l’étape. Ensuite, aspirez tout milieu résiduel du puits de sortie sans retirer de milieu du cercle intérieur menant aux canaux microfluidiques. Pour semer les canaux expérimentaux, ajoutez 300 microlitres de milieu minimal dans le puits d’entrée, suivis de l’ajout de 300 microlitres de culture bactérienne dans le puits de sortie.

Ramenez la plaque à l’étape d’imagerie en veillant à essuyer l’interface avec de l’éthanol avant de la poser sur la plaque, et utilisez le flux direct de la caméra pour faire la mise au point sur un seul canal. Lors de la surveillance visuelle de l’alimentation en direct, reprenez le flux à 1 à 2 dyne par centimètre carré pendant environ 2 à 4 secondes, afin de permettre aux cellules d’entrer dans le canal expérimental mais pas dans les canaux serpentins, et laisser la plaque sur l’étage thermocontrôlé pendant une heure, afin de permettre l’attachement des cellules. À la fin de la période d’attache, retirez soigneusement la plaque de l’étape et aspirez les bactéries du puits de sortie sans perturber le canal.

Ensuite, utilisez une nouvelle pointe de pipette pour retirer le milieu des puits d’entrée.