Infection buccale de Drosophila melanogaster avec des bactéries pathogènes

Prenez un flacon avec un couvercle contenant de l’agar nutritif recouvert de papier filtre.

Appliquez une suspension de bactéries pathogènes sur le papier filtrant.

Introduisez une mouche Drosophila melanogaster affamée dans le flacon, puis placez le couvercle. Incubez pour permettre l’alimentation et assurer l’ingestion bactérienne.

Les bactéries ingérées pénètrent dans l’intestin et pénètrent la membrane protectrice qui tapisse la lumière.

Les bactéries adhèrent à l’épithélium sous-jacent, libèrent des toxines qui favorisent des dommages et une invasion épithéliaux, et colonisent les tissus internes.

Immergez la mouche dans de l’alcool pour éliminer les bactéries de surface, puis rincez pour éliminer l’alcool.

Ajoutez un tampon et homogénéisez la mouche pour libérer la substance bactérienne interne.

Effectuer des dilutions en série de l’homogénéat dans une microplaque. Ensuite, placez les dilutions sur de l’agar nutritif et incubez pour permettre la formation de colonies.

Comptez les colonies pour déterminer le nombre de cellules bactériennes viables résultant d’une infection buccale chez la mouche.

Deux à quatre heures avant l’infection buccale, transférez les mouches dans des fioles d’agar standard sans nourriture. Pendant ce temps, pour chaque mouche, préparez un flacon d’infection.

D’abord, chargez le couvercle d’un tube d’échantillon de 7 millilitres avec 500 microlitres d’agar de sucre standard et laissez-le solidifier. Ensuite, insérez un disque de papier filtre dans l’agar. Ensuite, pipettez 100 microlitres de culture bactérienne directement sur le disque filtrant. Pour les témoins témoins, utilisez de l’eau de saccharose à 5 %.

Après la période de famine, transférez les mouches individuelles dans les tubes préparés. Après avoir incubé les mouches pendant 18 à 24 heures, stérilisez-les en surface. Chargez les individus dans un tube contenant 100 microlitres d’éthanol à 70 %.

Après 20 à 30 secondes, retirez l’éthanol et remplacez-le par 100 microlitres d’eau triple distillée. Après encore 20 à 30 secondes, retirez l’eau. Ensuite, ajoutez 100 microlitres de PBS et homogénéisez la mouche.

Transférez l’homogénéate sur la rangée supérieure d’une plaque à 96 puits et ajoutez 90 microlitres de 1x PBS à chaque puits en dessous. Ensuite, en utilisant des aliquotes de 10 microlitres, diluez en série cet échantillon pour distinguer une plage de valeurs d’UCC. Ensuite, placez les dilutions en série sur une plaque d’agar nutritive LB dans des gouttelettes de 5 microlitres.

Placez les gouttelettes de façon à ce qu’elles soient discrètement placées sur la plaque. Puis faites couver l’assiette toute la nuit. Le lendemain, calculez le nombre d’UFC à partir de la dilution qui produit de 10 à 60 colonies clairement visibles.