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Commencez par dissocier mécaniquement les rates de souris néonatales pour générer une suspension unicellulaire.
Transférez la suspension dans un tube, centrifugeuse, et retirez le surnageant.
Résuspendez le pellet dans un tampon de lyse pour éliminer les érythrocytes.
Ajoutez le tampon, centrifugez à nouveau, et retirez le surnageant.
Resuspendez les cellules en tampon et incubez avec des microperles magnétiques recouvertes d’anticorps ciblant un récepteur exprimé sur les neutrophiles et les monocytes inflammatoires.
Centrifugez et retirez les billes non liées. Ajoutez un tampon, puis faites passer la suspension à travers une colonne ferromagnétique et appliquez un champ magnétique pour retenir les cellules liées à la bille.
Retirez le champ magnétique, éluvez les cellules avec un tampon, puis ensemenzez-les dans une plaque à puits multiples.
Ajoutez des concentrations croissantes de bactéries luminescentes à certains puits.
Incubez pour permettre aux neutrophiles et aux monocytes d’internaliser les bactéries par phagocytose.
Remplacez le milieu par un substrat contenant des antibiotiques pour éliminer les bactéries non intériorisées.
Enregistrer la luminescence à intervalles réguliers pour évaluer l’internalisation bactérienne et la destruction ultérieure induite par la phagocytose.
Pour réaliser un test in vitro de destruction bactérienne, placez la rate non infectée dans une tamis en nylon de 40 micromètres à l’intérieur d’une boîte de Petri stérile de 60 millimètres contenant 5 millilitres de PBS complétés avec un sérum bovin fœtal à 10 %, et utilisez un piston à seringue stérile de 3 millilitres pour désagréger le tissu en une suspension unicellulaire. Transférez les cellules dans un tube centrifugeuse de 15 millilitres et collectez-les par centrifugation. Resuspendez le comprimé dans 1 millilitre de tampon de lyse des globules rouges tous les 3 à 4 rates.
Après 5 minutes à température ambiante, lavez les rates avec du PBS et resuspendez le pellet dans 250 microlitres de PBS complétés par de l’albumine sérique bovine et 2 millimolaires d’EDTA pour le comptage. Ensuite, isoler les cellules B2 positives à Ly6 avec les billes immunomagnétiques appropriées selon le protocole du fabricant et semer les cellules enrichies B2 positives à Ly6 à 1 fois 10 à 5 cellules pour 100 microlitres de milieu complet par densité de puits dans une plaque noire ou blanche à 96 puits. Préparez l’inoculum bactérien à la multiplicité d’infection désirée dans un volume final de 100 microlitres par puits et ajoutez 100 microlitres d’inoculum ou de milieu bactérien seul à chaque puits, pour une incubation d’une heure dans l’incubateur de culture cellulaire.
À la fin de l’incubation, remplacer le milieu par 200 microlitres de milieu complet frais complétés par 100 microgrammes par millilitre de gentamicine afin d’éliminer les bactéries extracellulaires restantes et de ramener les cellules dans l’incubateur de culture cellulaire pendant 2 heures supplémentaires. À la fin de l’incubation et à chaque moment expérimental par la suite, utilisez un lecteur de plaques pour mesurer la luminescence dans chaque puits de la plaque de culture couverte avant de la remettre dans l’incubateur de culture cellulaire jusqu’à la lecture suivante.