Name: Multiple-Mouse Imaging neuroanatomiques par résonance magnétique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-02-27T09:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 8 s
Description: Découvrez le phénotypage à haut débit par IRM cérébrale chez la souris, en in vivo et ex vivo. Cette méthode préserve l'anatomie globale et permet une couverture cérébrale complète pour l'étude des maladies génétiques.

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Ce travail fait partie du Centre de Mouse Imaging (MICE) à l&#39;Hospital for Sick Children et de l&#39;Université de Toronto.

1. Multiple-souris dans l'imagerie cérébrale in vivo: Lorsque les animaux imagerie en temps réel, plusieurs caractéristiques clés doivent être présents pendant toute la session d'imagerie: 1) une méthode sûre de l'anesthésie, 2) le contrôle de l'environnement et 3) la surveillance physiologique. Par ailleurs, lorsque les sujets d'imagerie simultanée de plusieurs, il ya ajouté la complexité quant à la facilité et la rapidité de préparation et de la reproductibilité des positions des animaux pour faciliter l'enregistrement de l'image. En conséquence, trois grands composants personnalisés ont été conçus et fabriqués: un système de chargement pour insérer la souris en bobines RF au sein de l'IRM, une chambre d'induction pour faciliter la préparation et une plateforme avec une surveillance intégrée conduit à normaliser la position. Le système de chargement: Le système de chargement de la souris se compose de deux parties principales: 'array chargement »de la« souris ruche et l'. Fonction principale de la ruche la souris est d'en septième position Millipede bobines RF (Varian systèmes RMN, Palo Alto, CA) dans un réseau hexagonal à l'intérieur de l'aimant. Le tableau de chargement a été conçu pour recueillir et transporter plusieurs souris logées dans des tubes de 50 millilitres par centrifugation avec des trous forés à travers leurs conseils pour permettre l'entrée de gaz anesthésique. Après les souris sont anesthésiées et interfacé à l'équipement de surveillance dans une zone de préparation dans le voisinage de l'aimant, ils sont insérés dans les tubes à centrifuger modifié et monté sur le tableau de chargement. Après le montage, toutes les souris, le tableau de chargement est transporté et inséré dans l'aimant et positionné sur un système de rail. Le système de rail permet le tableau pour couple avec la ruche souris lorsque poussé vers le bas de l'alésage de l'aimant. Une fois pleinement inséré dans l'aimant, le quai de centrifugation des tubes sur le système de prestation au sein de l'anesthésie bobines RF. L'isoflurane mélangé à l'oxygène est fourni à la fin ruche souris pour l'échantillon dans un tube long de l'axe de chaque bobine individuelle. Ce mélange de gaz anesthésiant se jette dans les tubes d'hier, les souris et est recueilli par une unité active balayage attaché à l'arrière du tableau de chargement (figure 1). La Chambre d'induction: Depuis des temps d'imagerie peut prendre jusqu'à trois heures, en minimisant le temps de préparation des animaux est essentielle pour limiter l'exposition de la souris à l'anesthésie. Ainsi, nous avons développé une chambre d'induction sur mesure pour simplifier le processus de préparation (figure 2). La chambre de l'induction personnalisé crée un environnement unique pour l'induction et la manipulation de plusieurs souris. Construit à partir d'acrylique clair, les caractéristiques de chambre à induction à fermeture automatique en silicone ports de l'iris pour minimiser les fuites de l'anesthésie et permet à l'utilisateur d'accéder à l'environnement interne sans avoir besoin de gants spéciaux. Comparé à masque classique et de circuits pour une seule souris, la chambre de l'induction est assez grande pour accueillir jusqu'à vingt souris et permet la manipulation libre de la souris sans l'attachement des tubes encombrants et des masques. L'appareil est fourni avec un débit constant de gaz anesthésique qui est recueillie à l'aide d'un système passif de balayage. Résistances chauffantes sont utilisées pour chauffer le plancher de la chambre pour maintenir la température du corps de l'animal pendant la préparation. Le traîneau: Un des aspects les plus délicats et fastidieux de préparer des souris pour l'IRM sont l'application de électrocardiographe (ECG) des électrodes et des sondes de température rectale. En outre, beaucoup des électrodes conventionnelles, telles que le brassard et électrodes aiguilles, ont été trouvés à fausser la posture de l'animal qui rend difficile de normaliser le positionnement. Par conséquent, nous avons conçu une plate-forme de positionnement formulaire personnalisé équipée avec embarqué ECG, la respiration et des sondes de température appelé le «traîneau» (US Patent 7,146,936) (figure 3). Contraintes de mouvement à partir de bandes velcro ont été utilisés pour limiter le mouvement de la tête. Multiples étapes de la souris dans l'imagerie du cerveau in vivo: <ol><li> Toutes les recherches souris nécessite locale du CAC (Comité de protection des animaux), l'approbation du IACUC (Institutional Animal Care et le Comité d'utilisation) ou équivalent pour les procédures de manipulation de la souris. </li><li> Toutes les procédures telles que l'identification et la pesée des animaux doit être effectué sous une enceinte de sécurité biologique (ESB) et de l'unité d'IRM. Les animaux sont transférés dans un récipient en plastique autoclavables et transporté à la chambre de l'induction d'IRM. </li><li> Les souris sont anesthésiées dans une chambre d'induction préchauffée avec 4% d'isoflurane et 4 L / min d'oxygène. Les animaux sont anesthésiés totalement une fois qu'ils ne répondent pas à pincer patte. Fourrure de la poitrine est enlevée en utilisant un épilateur (NAIR) si nécessaire pour fournir un meilleur contact avec l'ECG et les dispositifs de surveillance de température qui ont été intégrés dans un traîneau personnalisés. Salve Eve (Tears Naturale PM) est appliqué sur les yeux pour éviter le dessèchement, et environ 0,3 ml de solution saline est administré par voie sous cutanée pour maintenir l'hydratation. </li><li> Gd-DTPA-BMA (Omniscan) peutêtre utilisé si l'amélioration de contraste est souhaitée. Si Gd-DTPA est utilisé, il sera dilué dans (volume final 300uL) saline et administré en une dose unique de 1 mmol / kg avant la session MR via IP. </li><li> Les souris sont ensuite chargés dans des traîneaux individuels, immobilisé avec des sangles et de glisser dans la tête ouverte tube 50ml conique (figure 3). Jusqu'à 7 souris vivantes peuvent être numérisés en une seule fois. Une fois que tous les animaux sont chargés de la surveillance physiologique connecté, définissez le niveau de l'isoflurane dans l'aimant à 2% et le niveau d'oxygène à 8 L / min. </li><li> Les tubes coniques sont montés dans un système d'amarrage (figure 1) destinée à des souris de position uniforme dans chaque bobine RF positionnée au centre de l'aimant. Une fois chargé, l'isoflurane peut être réduite à 0.9 à 2%. ECG et la température sont contrôlés sur chaque animal tout au long de la numérisation. Les animaux sont gardés au chaud pendant le cours de l'analyse de l'air réchauffé. </li><li> La durée de chaque balayage en trois dimensions est d'environ 3 heures. Les détails sont les suivants: écho de spin rapide avec TR de 2300 ms et une TEeff de 36 ms. Echo longueur des trains de 8 avec une moyenne. Résolution de l'image résultante est de 125 um (figure 4). </li><li> Lorsque l'analyse est terminée, les animaux sont retirés de l'aimant et déchargés dans une chambre d'induction chaude remplie d'oxygène à 100%. Les animaux sont transférés dans un des récipients en plastique scellé et transporté dans un BSC. Ils sont placés sur une cage projet chaude gratuite et a permis de récupérer de l'anesthésie. </li></ol> 2. Multiple-Mouse Imaging ex vivo du cerveau: Insensible aux artefacts de mouvement, fixe l'IRM réalise une résolution plus élevée que l'imagerie en direct. Haute résolution en trois dimensions des ensembles de données fournissent une flexibilité maximale à extraire des informations quantitatives et permettent une analyse automatique des images. Un large bobine RF personnalisée a été développé pour l'acquisition parallèle de 16 ensembles de données MR haute résolution de fixe-crâne dans les cerveaux de souris nuit séances de balayage. Le 16-Coil ex vivo d'imagerie cérébrale Array: Un tableau personnalisé construit électrovanne 16 bobine a été créé à l'image de 16 échantillons simultanément. Cette conception améliore un prototype antérieur utilisé à l'image de trois échantillons simultanément dans un ensemble de gradient insérez 60mm. Les bobines 8-tour sur la blessure aux extrémités pour fournir une sensibilité uniforme à moins de 10% sur une longueur de 26mm et sont blindés individuellement au sein de compartiments modulaires (Idziak et Haeberlen, 1982). Les 16 compartiments de la bobine sont assemblés sur un cadre (figure 5), ce qui positionne les bobines dans le dégradé et les colliers qu'elle en place en utilisant une vessie pneumatique afin de minimiser le mouvement. Multiple-souris ex vivo les étapes d'imagerie cérébrale: <ol><li> Cavité thoracique ouverte et insérez l'aiguille (ou de perfusion de sécurité ailé, 25G X 3 / 4) dans le ventricule gauche du cœur d'une souris anesthésiée (par injection intrapéritonéale de kétamine (150 mg / kg) et de xylazine (10 mg / kg) . Couper l'oreillette droite. </li><li> Perfusion transcardiaque rincer avec 30 mL 1 temp X PBS + 1 pl / ml d'héparine (1000 unités USP / ml) ProHance + 2 mM à un débit d'environ 100 ml / hr. </li><li> Passent de fixation avec 30 ml de 4% PFA (température ambiante) ProHance + mm 2 à 100 ml / hr. </li><li> Décapiter et enlever la peau, la mâchoire inférieure, les oreilles, bout du nez cartilagineux. </li><li> Placez la structure du crâne reste dans PFA 4% + 2 mM ProHance nuit à 4 ° C. </li><li> Transfert à PBS 1X + azide de sodium à 0,02% ProHance + mm 2. </li><li> Haute résolution trois dimensions de balayage IRM à 7 Tesla se produit entre 4 jours et pas plus de 2,5 mois après la perfusion. Les cerveaux sont placés dans un tableau de 16 canaux, électrovanne bobine (figure 5). </li><li> Paramètres d'imagerie sont comme suit: écho de spin rapide avec TR 325 ms et une TEeff de 30 ms, la longueur des trains écho de 6 à 4 en moyenne. Les images finales ont une résolution isotropique de 32 um (figure 6) et la durée de balayage est d'environ 12 heures. </li><li> Après la numérisation, placez le crâne dans formol à 10% + 2 mM ProHance pour la conservation. </li></ol> 3. Les résultats représentatifs: <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Le système de chargement de la souris. Le "tableau de chargement" et "souris ruche" relié à un système de rails en fibre de verre commun. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. La chambre de l'induction. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. A) Le traîneau, montrant des capteurs de surveillance embarqués et appuie-tête. b) Une souris anesthésiés sur un traîneau avec l'appuie-tête ci-joint. L'assemblage de traîneau glisse facilement dans le tube à centrifuger. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig4.jpg" alt="Figure 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 4"> Figure 4. in vivo des images multiples du cerveau d'un scanner 3 heures trois dimensions. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig5.jpg" alt="Figure 5" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 5"> Figure 5. 16-canaux large bobine pour la numérisation de 16 échantillons de cerveau fixe. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig6.jpg" alt="Figure 6" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 6"> Figure 6. Représentant l'image du cerveau ex-vivo.

<ol><li>Bock, N. A., Konyer, N. B., Henkelman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple-mouse+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">Multiple-mouse MRI.</a> Magn. Reson. Med. 49, 158-167 (2003).</li>
<li>Dazai, J., Bock, N. A., Nieman, B. J., Davidson, L. M., Henkelman, R. M., Chen, X. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+mouse+biological+loading+and+monitoring+system+for+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">Multiple mouse biological loading and monitoring system for MRI.</a> Magn. Reson. Med. 52, 709-715 (2004).</li>
<li>Spring, S., Lerch, J. P., Henkelman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sexual+dimorphism+revealed+in+the+structure+of+the+mouse+brain+using+three-dimensional+magnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroImage%22%5BJournal%5D)">Sexual dimorphism revealed in the structure of the mouse brain using three-dimensional magnetic resonance imaging.</a> NeuroImage. 35, 1424-1433 (2007).</li>
<li>Idziak, S., Haeberlen, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+construction+of+a+high+homogeneity+rf+coil+for+solid-state+multiple-pulse+NMR%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson%22%5BJournal%5D)">Design and construction of a high homogeneity rf coil for solid-state multiple-pulse NMR.</a> J. Magn. Reson. 50, 281-288 (1982).</li>
</ol>

Tant l&#39;in vivo et ex vivo chez la souris l&#39;image des systèmes d&#39;imagerie sujets multiples à la fois pour augmenter le débit des études d&#39;imagerie considérablement sans augmenter le temps d&#39;imagerie. Les images du cerveau à la fois de l&#39;in vivo et ex vivo des techniques d&#39;imagerie multi-souris sont de haute qualité et sont adaptés pour le phénotypage des structures majeures et mineures dans le cerveau de souris respectivement. Afin de minimiser le temps de préparation des spécimens d&#39;animaux multiples, la parallélisation des processus est d&#39;une importance capitale. Par exemple, le développement de la chambre d&#39;induction a permis à l&#39;induction de spécimens multiples simultanément, et le traîneau a synchronisé l&#39;application de l&#39;ECG et les sondes de température tout en standardisant le positionnement du corps. En outre, notre système d&#39;imagerie ex vivo nous permet d&#39;acquérir une haute résolution des images tridimensionnelles de 16 fixes cerveaux entiers en une seule fois ce qui est idéal pour les études de phénotypage à haut débit. Les limitations possibles de notre système d&#39;imagerie in vivo comprennent l&#39;incapacité de contrôler individuellement anesthésique et de température pour chaque souris. Si nécessaire un contrôle individuel anesthésie peut être mis en œuvre avec l&#39;ajout d&#39;exclusivité évaporateurs d&#39;anesthésie pour chaque souris. Une autre limitation de l&#39;imagerie in vivo du système est que la numérisation est limitée à des souris qui sont inférieures d&#39;environ 32 grammes. Cependant, il existe un plan actuellement pour augmenter la taille bobine à accueillir de plus grands animaux.

<table><tbody><tr><td>Isoflurane, USP (AErrane)</td><td>Baxter Internationl Inc.</td><td>CA2L9108</td><td></td></tr><tr><td>NAIR</td><td>Church &amp;amp; Dwight Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Larmes Naturale P.M.</td><td>Alcon</td><td>DIN 02082519</td><td></td></tr><tr><td>Omniscan (injection de gadodiamide USP)</td><td>GE Healthcare</td><td>J-110A</td><td></td></tr><tr><td>Plaquettes personnalisées</td><td>Dazai Research Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PBS sans Ca et Mg</td><td>Wisent Inc.</td><td>311-010-CL</td><td></td></tr><tr><td>Héparine 10000USP/10ml</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada</td><td>DIN 02264315</td><td></td></tr><tr><td>ProHance (injection de gadotéridol USP)</td><td>Bracco Diagnostics</td><td>11181</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldéhyde (poudre)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-6148-500g</td><td></td></tr><tr><td>Azoture de sodium</td><td>Fisher Scientific</td><td>S227-100</td><td></td></tr><tr><td>Formol 10 %</td><td>Fisher Scientific</td><td>SF100-4</td><td></td></tr></tbody></table>

multiple-mouse imaging neuroanatomiques par résonance magnétique

Multiple-mouse Neuroanatomical Magnetic Resonance Imaging

Le domaine de phénotypage de souris avec l&#39;imagerie par résonance magnétique (IRM) est en croissance rapide, motivée par la nécessité d&#39;améliorer les outils de caractérisation et d&#39;évaluation des modèles murins de maladies humaines. L&#39;IRM est une modalité excellent pour enquêter sur les animaux génétiquement modifiés. Il est capable de couverture ensemble du cerveau, peuvent être utilisés in vivo, et prévoit des mécanismes de contraste multiples pour étudier les différents aspects de neuranatomy et la physiologie. L&#39;avènement des scanners haut champ avec la possibilité de numériser simultanément plusieurs souris permet de phénotypage rapide de nouvelles mutations. Efficace de souris études IRM nécessitent une attention à de nombreux aspects de la conception de l&#39;expérience. Dans cet article, nous allons décrire les méthodes générales d&#39;acquérir des images de qualité pour le phénotypage de souris en utilisant un système que les souris des images simultanément en radio fréquence blindé émission / réception (RF) des bobines dans un aimant commun (Bock et al., 2003). Nous nous concentrons particulièrement sur le phénotypage anatomiques, une application importante et accessible qui a montré un potentiel élevé d&#39;impact dans de nombreux modèles de souris dans notre centre d&#39;imagerie. Avant que nous puissions fournir les étapes détaillées pour acquérir de telles images, il ya d&#39;importantes considérations d&#39;ordre pratique pour les deux in vivo l&#39;imagerie cérébrale (Dazai et al., 2004) et ex vivo d&#39;imagerie cérébrale (Printemps et al., 2007) qui devrait être noté. Ces questions sont abordées ci-dessous.

Imagerie par résonance magnétique (IRM) est devenue un outil de plus en plus populaire pour examiner le phénotype des souris génétiquement modifiées. Cet article illustre les méthodes nécessaires pour atteindre à haut débit phénotypage de souris génétiquement modifiées à l&#39;aide de plusieurs souris IRM.

Multiple-Mouse Imaging neuroanatomiques par résonance magnétique

Le domaine du phénotypage de la souris par imagerie par résonance magnétique (IRM) est en pleine expansion, stimulé par le besoin d'outils améliorés pour caractériser et...

L'objectif général de cette procédure est d'obtenir un phénotypage à haut débit avec des souris vivantes ou fixées en utilisant une imagerie par résonance magnétique (IRM) cérébrale multiparamétrique chez la souris. Cela est réalisé en anesthésiant d'abord chaque souris. Ensuite, pour l'exploration in vivo, placer chaque souris sur un traîneau de taille adaptée avant de la monter sur un dispositif de chargement et de la positionner dans l'ouverture du magnét.Ou, pour l'imagerie ex vivo, effectuez une perfusion transcardiaque, isolez la structure du crâne et placez-la dans des tubes d'imagerie, que vous insérez ensuite dans un réseau de bobines solénoïdales à 16 canaux positionné dans l'alésage de l'aimant. En fin de compte, des volumes tridimensionnels d'imagerie par résonance magnétique peuvent être obtenus, fournissant des images cérébrales de haute qualité, adaptées au phénotypage, ainsi que des structures majeures et mineures du cerveau de la souris. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, comme l'histologie, est qu'elle préserve l'anatomie générale des spécimens encore contenus dans leurs crânes, permettant une couverture complète du cerveau et une analyse tridimensionnelle.Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans les domaines biomédicaux, comme la relation entre les gènes et les distinctions anatomiques qui représentent les phénotypes dans le modèle murin de maladie. En général, les personnes novices dans cette technique trouveront complexes la conception de systèmes personnalisés de chargement des souris et de bobinages radiofréquence nécessaires à l'imagerie cérébrale à haut débit. La partie la plus difficile consiste, avant de commencer ce protocole, à obtenir l'approbation de toutes les procédures de manipulation en masse auprès du comité de soins aux animaux de votre établissement, du comité institutionnel de soins et d'utilisation des animaux, ou d'une instance équivalente, ainsi que la réalisation préalable de procédures telles que l'identification et la pesée.Les enregistrements des animaux doivent être effectués sous une hotte de sécurité biologique. Ensuite, transférez les animaux dans un récipient en plastique autoclavable pour le transport vers la chambre d'induction IRM. Anesthésiez les animaux à scanner dans la chambre d'induction préchauffée à l'aide de 4 % de fluorure d'isoflurane (ISO) et de quatre litres par minute d'oxygène.Les animaux sont complètement anesthésiés une fois qu'ils ne réagissent plus à une pincée de la patte. Le poil de la poitrine peut être retiré à l'aide d'un dépilatoire, comme Nair, si nécessaire, afin d'assurer un meilleur contact avec les dispositifs d'électrocardiogramme et de surveillance de la température intégrés au traîneau personnalisé. Appliquez également une solution ophtalmique, comme les larmes artificielles PMM, sur les yeux pour éviter qu'ils ne s'assèchent, et administrez environ 0,3 millilitre de sérum physiologique par injection sous-cutanée.Pour hydrater les animaux. Placez maintenant les souris sur des luges individuelles équipées de sondes intégrées d'électrocardiogramme, de respiration et de température. Veillez à positionner correctement les membres antérieurs et postérieurs dans les encoches prévues sur les luges.Lorsqu'une surveillance ECG est requise, veillez à ce que les régions dépourvues de poils sur le dessous de la souris soient alignées avec les sondes ECG, immobilisez chaque animal à l'aide d'une sangle pour la tête et d'une sangle pour le museau, puis faites glisser chaque traîneau dans un tube conique de 50 millilitres ouvert aux deux extrémités. Jusqu'à sept souris vivantes peuvent être préparées pour l'analyse lors d'une même séance d'imagerie. Ensuite, fixez les tubes coniques sur le plateau de chargement.Veillez à raccorder toutes les lignes de surveillance physiologique une fois tous les animaux chargés. Réglez le niveau d'isoflurane dans l'ouverture du magnétomètre sur 2 % et le niveau d'oxygène sur huit litres par minute. Transportez maintenant le dispositif de chargement vers le magnétomètre et positionnez-le sur le système de rails.Utilisez le système de rails pour coupler le dispositif de chargement avec la ruche à souris, conçue pour positionner uniformément les souris dans chaque bobine radiofréquence placée au centre de l'ouverture de l'aimant. Lorsque le dispositif est entièrement inséré dans l'aimant, les tubes de centrifugation s'encastrent dans le système de distribution d'anesthésique situé à l'intérieur des bobines RF, comme illustré ici ; un mélange de fluorure d'ISOFlurane et d'oxygène est fourni depuis la ruche à souris jusqu'au spécimen par un tube situé le long de l'axe de chaque bobine individuelle. Ce mélange gazeux anesthésique circule dans les tubes en passant devant les souris et est ensuite capté par une unité de prélèvement active fixée à l'arrière du dispositif de chargement.En fonction des paramètres physiologiques des animaux, tels que la respiration et la température, les niveaux d'isoflurane (isof) et de fluor doivent être réglés entre 0,9 et 2 %. Effectuez maintenant une numérisation des animaux à l'aide d'une séquence écho rapide avec balayage. La durée de chaque acquisition tridimensionnelle est d'environ trois heures, avec une résolution d'image résultante de 125 micromètres. Veillez à surveiller en continu les relevés d'ECG, la respiration et la température de chaque animal pendant toute la durée de la numérisation.Les animaux doivent également être maintenus au chaud pendant la session d'analyse à l'aide d'un flux d'air réchauffé. Une fois l'analyse terminée, retirez le plateau de chargement de l'aimant et placez-le dans une chambre d'induction chauffée remplie d'oxygène à 100 %. Déchargez les animaux des tubes et transférez-les dans des récipients en plastique hermétiques pour leur transport vers une hotte de sécurité biologique.Enfin, placer les animaux dans une cage chaude sans courants d'air et les laisser se remettre de l'anesthésie pour l'imagerie animale ex vivo. Tout d'abord, anesthésier complètement les animaux par une injection intrapéritonéale d'un mélange de kétamine et de xylazine. Avant de commencer la perfusion, évaluer le niveau chirurgical d'anesthésie par une pincée du orteil ou de la patte.Ouvrez la cavité thoracique et insérez une aiguille ou un ensemble d'infusion à ailettes de sécurité dans le ventricule gauche du cœur. Ensuite, coupez l'oreillette droite pour commencer la perfusion transcardiaque. Effectuez d'abord un lavage avec 30 millilitres de solution saline tamponnée au phosphate à température ambiante, 1 x, mélangée avec une microlitre par millilitre d'héparine et deux millimolaire de pro hands, en utilisant un débit d'environ 100 millilitres par heure.Cela devrait prendre environ 20 minutes. Ensuite, effectuez une fixation par perfusion avec 30 millilitres de paraformaldéhyde à 4 % à température ambiante, mélangé à deux millimolaires de pro hands, à raison de 100 millilitres par heure. Décapitez maintenant l'animal et retirez la peau, la mâchoire inférieure, les oreilles et l'extrémité nasale cartilagineuse.Ensuite, placer la structure crânienne restante dans du paraformaldéhyde à 4 % mélangé avec deux millimolaires de pro hands et laisser toute la nuit à quatre degrés Celsius. Le jour suivant, transférer l'échantillon dans une solution de tampon salin phosphate à 1 x, mélangée avec 0,02 % d'azoture de sodium et deux millimolaires de pro hands pour la conservation. Un balayage par IRM tridimensionnel haute résolution à sept Tesla doit être effectué au moins quatre jours, mais pas plus de deux mois et demi.Après la perfusion, placer les cerveaux à imager dans un réseau de bobines solénoïdales à 16 canaux et insérer celui-ci dans le scanner. Scanner ensuite les échantillons à l’aide d’une séquence d’écho de spin rapide.Cette durée de balayage est d'environ 12 heures, et les images finales auront une résolution isotrope de 32 micromètres. Une fois le balayage terminé, retirez les spécimens de la bobine d'imagerie et placez chaque crâne dans une solution de formol à 10 % avec deux millimoles par litre de pro hands pour une conservation représentative in vivo. Plusieurs images cérébrales de souris provenant d'un seul balayage de trois heures sont présentées ici.Cette figure montre trois axes de vue pour chacune des sept souris scannées. Affichés. Voici une image représentative du cerveau ex vivo à une résolution isotrope de 32 microns. Et ici, nous pouvons voir une reconstruction 3D d'un volume d'image ex vivo une fois maîtrisée.Cette technique in vivo peut être réalisée en trois à quatre heures si elle est effectuée correctement. Cette technique peut être utilisée par des chercheurs dans de nombreux domaines biomédicaux pour étudier des maladies telles que le lupus, la maladie de Huntington et la maladie d'Alzheimer chez la souris. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'obtenir des images cérébrales de haute qualité par IRM, tant sur des sujets vivants que fixés.Merci d'avoir regardé.

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La modélisation intracrânienne de métastase de cerveau est compliquée par une incapacité de surveiller la taille et la réponse de tumeur au traitement avec des méthodes précises et opportunes. La méthodologie présentée couple l’injection intracrânienne de tumeur avec l’analyse de formation image de résonance magnétique, qui une fois combinée, cultive des injections précises et cohérentes, la surveillance accrue d’animal, et les mesures précises de volume de tumeur.

Modélisation des métastases cérébrales par injection intracrânienne et imagerie par résonance magnétique

Ce protocole montre comment acquérir des données d’imagerie par résonance magnétique sensibles à la neuromélanine de la substance noire.

Acquisition de données normalisées pour l’imagerie par résonance magnétique sensible à la neuromélanine de la substance noire

Un système d’enregistrement électroencéphalographique à faible coût combiné à une bobine de taille millimétrique est proposé pour stimuler la stimulation magnétique transcrânienne du cerveau de la souris in vivo. En utilisant des électrodes à vis conventionnelles avec un substrat multi-électrodes flexible sur mesure, l’enregistrement multisite peut être effectué à partir du cerveau de la souris en réponse à la stimulation magnétique transcrânienne.

Système d’enregistrement électroencéphalographique à faible coût combiné à une bobine de taille millimétrique pour stimuler transcrânalement le cerveau de la souris in vivo

L’imagerie par tomographie à deux photons en série (STPT) est une technique permettant d’imager une masse de tissu dans sa forme tridimensionnelle en combinant l’imagerie à deux photons avec le contrôle automatique de la platine et le tranchage par microtome. Nous décrivons ici un protocole permettant de l’implémenter pour les cerveaux de ouistitis afin de mieux comprendre leurs caractéristiques structurelles.

Tomographie à deux photons en série de l’ensemble du cerveau du ouistiti pour les analyses neuroanatomiques

Ce protocole utilise un lit multichambre pour l’imagerie par résonance magnétique parallèle (IRM) de jusqu’à quatre animaux afin de détecter des tumeurs adénocarcinomes pancréatiques dans des modèles murins génétiquement modifiés. Ce protocole d’IRM multi-animaux est rapide et économique pour détecter et mesurer les tumeurs, facilitant la sélection animale pour les études précliniques et la surveillance longitudinale de la croissance tumorale.

Imagerie par résonance magnétique multi-animaux pour les mesures tumorales dans des modèles de cancer du pancréas chez la souris

Découvrez le phénotypage à haut débit par IRM cérébrale chez la souris, en in vivo et ex vivo. Cette méthode préserve l'anatomie globale et permet une couverture cérébrale complète pour l'étude des maladies génétiques.

Multiple-Mouse Imaging neuroanatomiques par résonance magnétique

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