Name: Dissection dun oeil de la souris pour un mont entiers de lépithélium pigmentaire rétinien (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-02-27T16:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 47 s
Description: Apprenez la dissection de l'œil de souris pour obtenir un montage entier de l'épithélium pigmentaire rétinien. Cette technique permet d'étudier le développement rétinien et les maladies oculaires chez Mus musculus.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ce travail a été soutenu par l&#39;Institut national des sciences de la santé environnementale [K22ES012264 d&#39;AJRB] et une American Cancer Society InstitutionalResearch Grant [ACS-GRI-00-173-04] pilotes projectaward [à AJRB]. Nous remercions également les membres du laboratoire de l&#39;évêque pour la lecture critique du manuscrit et des commentaires sur la vidéo et Adam Brown, en particulier, pour l&#39;exemple de quoi ne pas faire. Nous remercions le Dr Donald McEwen, de l&#39;Institut Greehey enfants recherche sur le cancer pour nous avoir permis l&#39;utilisation de son champ de dissection / vidéo de la caméra set-up pour le tournage de la vidéo de dissection. Nous remercions Daron Brown à Corte Instruments pour l&#39;affûtage et la réparation de nos outils de microdissection.

1. Enlever les tissus étrangères de l'extérieur de l'œil <ol><li> Verser PBS 1X dans le couvercle d'une boîte de 35mm. Le niveau doit être juste en dessous de la lèvre du couvercle. </li><li> En utilisant des pinces droites, des yeux de transfert (s) du tube de stockage pour le plat de 35mm. Les yeux sont immergés dans du PBS pour deux raisons: 1. Les tissus étrangers seront "flotter" loin de l'œil ainsi vous pouvez voir et de les retirer facilement, et 2. Pendant la dissection, l'œil va naturellement de maintenir sa forme sphérique tout en suspension, vous permettant de travailler avec cette forme plutôt que contre elle. </li><li> L'utilisation des deux paires de pinces à angle (45 ° et 15 °), retirer délicatement le muscle et le tissu conjonctif bien que possible, en tirant le tissu contre le grain (c'est à dire vers la cornée). Certains tissus conjonctifs restera. Un effort devrait être fait pour presser le globe oculaire aussi peu que possible. </li><li> Echangez votre pince à 15 ° pour ciseaux printemps. Tout en tenant l'œil stable avec 45 pinces °, utiliser les ciseaux pour couper le printemps musculaires restantes et des tissus conjonctifs, ainsi que le nerf optique. * Astuce: Utilisez le bord extérieur de la paire de ciseaux pour pousser le tissu contre le grain (vers le fossé cornéo-scléral) et puis découper. Continuez jusqu'à ce que tous les tissus étrangers a été retiré de l'œil. </li></ol> 2. Retirez la cornée et le cristallin <ol><li> Avec la cornée vers le haut, utilisez la pince pour pincer ° 45 jusqu'à un petit pli dans le centre de la cornée. </li><li> En utilisant les ciseaux à ressort, faire une petite incision à la base du lambeau. Lâchez le rabat. </li><li> Tenir les yeux encore avec votre pince, insérez la lame inférieure de ciseaux dans et perpendiculaire à l'incision et faire une coupe vers le fossé cornéo-scléral. Essayez de garder votre lame inférieure sous l'iris afin que les deux de la cornée et l'iris sont coupés. Ne pas couper tout le chemin à la fracture cornéo-scléral. Gardez les ciseaux insérés dans les yeux. </li><li> En utilisant votre pince ° 45, soigneusement tourner de l'œil afin que vos ciseaux sont parallèles à la fracture cornéo-scléral et de faire une petite coupure. Lentement tourner le · Oeil 360, faisant de petites incisions sur tout le pourtour. Encore une fois, essayer de garder la lame inférieure des ciseaux à ressort sous l'iris afin que les deux l'iris et la cornée sont coupés. Soulevez l'iris et la cornée loin du reste de l'œil et les jeter. </li><li> Inclinez l'œil sur son côté et appuyez doucement sur la moitié postérieure de l'œil, ce qui oblige le cristallin à. Jeter de la lentille. L'intérieur de l'œilleton restante est bordée par la rétine neurale, ce qui devrait look lisse et opaque. </li></ol> 3. Trimestre de l'œilleton résultant, résultant en un 4 - "pétales", fleur-comme la structure <ol><li> L'œil doit être positionné de telle sorte que l'ouverture de l'œilleton est perpendiculaire à votre corps. Utilisez votre pince ° 45 à la régulière et la position de l'œilleton. </li><li> Tenir vos ciseaux à ressort en face de vous afin qu'ils soient perpendiculaires à votre corps, insérer la lame inférieure des ciseaux à ressort dans le bord supérieur de la coupe à yeux ouverts. En utilisant votre pince à 45 °, aligner soigneusement la tasse oeil de sorte qu'un seul, coupe droite peut être faite de la fracture cornéo-scléral vers la tête du nerf optique. Toutes les coupes doivent être perpendiculaires à la fracture cornéo-scléral et sauf indication contraire, doit aller au plus près à la tête du nerf optique que possible sans couper dedans. </li><li> Tournez l'œilleton de 180 °, en maintenant sa perpendicularité avec votre corps. Utiliser une technique à l'étape 3.2 pour faire une coupe perpendiculaire secondes. </li><li> Tournez l'œilleton et répéter la technique décrite au paragraphe 3.2 de faire deux coupes plus. Les quatre coupes devraient être aussi proche de 90 ° que possible. Gardez à l'esprit que l'œil n'est pas parfaitement sphérique il y aura donc une certaine variabilité. </li></ol> 4. Couper chacun des quatre «pétales» de moitié, résultant en une à huit pétales de fleur-comme la structure <ol><li> Transfert l'œilleton quartiers de l'antenne de 35mm sur une lame propre. Avec l'œilleton vers le haut, scoop dessous avec les 45 pince °. Soigneusement le sortir du liquide et le placer sur une lame propre. </li><li> L'utilisation des deux paires de pinces à angle, ouvrir doucement sur l'oeil, avec la rétine neurale vers le haut. NE PAS RETIRER LA RÉTINE NEURONES-il aide l'œil maintenir certaines de sa forme sphérique de sorte que vous ne travaillez pas contre elle. Elle protège également l'EPR d'être accidentellement endommagés dans les procédures suivantes. </li><li> Tournez le glisser jusqu'à l'un des pétales est perpendiculaire à votre corps. </li><li> Utilisez votre pince à 15 °, délicatement attraper au coin de la pétale. Le coin du pétale doit être cornée, rétine neurale pas ou RPE. Soulevez délicatement sur le coin, lui permettant de conserver sa courbure. </li><li> Insérez la lame en bas de votre paire de ciseaux à ressort entre les pétales et la diapositive. Alignez vos ciseaux de telle sorte qu'une seule, droite, coupe perpendiculaire peut être faite de la fracture cornéo-scléral vers la tête du nerf optique. Coupez le plus près de la tête du nerf optique que withou possiblest de coupe dedans. Lâchez le pétale, lui permettant de se coucher sur la diapositive. </li><li> Tournez la lame à 90 °, de sorte que le pétale suivant est perpendiculaire à votre corps. Répétez l'étape 4.5. </li><li> Répétez les étapes 4,5 et 4,6 fois plus. La structure résultante devrait ressembler à une fleur à huit pétales. </li></ol> 5. Retirez la rétine neurale <ol><li> Pipeter 100 à 200 ul de PBS 1X sur le spécimen. Cela permettra d'éviter la rétine neurale de coller comme vous le retirer de l'EPR. </li><li> Typiquement la rétine neurale est lâchement attaché à l'EPR. Toutefois, il ne prendra la pratique et l'habileté de ne supprimer que la rétine neurale et non l'EPR. Saisir délicatement un pétale de la rétine neuronale avec une paire de pince à angle tout en stabilisant (maintenant) le reste de l'œil avec l'autre paire de pince coudée. Tirez sur la rétine neurale loin du reste de l'œil. Continuez cette procédure jusqu'à ce que la rétine entière de neurones a été supprimée. * Astuce: coller le bout de votre pince à 15 ° dans la tête du nerf optique d'ancrer l'œil. Ensuite, utilisez la pince à 45 ° pour balayer sous la rétine neuronale et l'enlever et de loin. Il est généralement préférable de soulever la rétine neurale de la tête du nerf optique vers le fossé cornéo-scléral. Soyez sûr de détacher les restes lâche de l'iris. L'iris est assez collante et peut par ailleurs se coincer à l'EPR. </li><li> Rincer l'éprouvette avec du PBS 1X. Pipeter 100 à 200 ul de PBS 1X dans l'échantillon et le sucer sauvegarder. Jeter le PBS. Répéter au besoin pour enlever la poussière et les débris. </li></ol> 6. Mont-vous spécimen (s) sur une lame <ol><li> Pipeter 80 à 90 uL de glycérol 90% sur une nouvelle diapositive dans une forme rectangulaire. Utilisez le côté de la pointe de la pipette pour faire une même frottis rectangulaire de glycérol. (Ceci est la procédure à suivre pour le montage de deux EPR sur une diapositive.) </li><li> Insérez le bras inférieur de 15 ° sous une pince le spécimen. Soulevez doucement le spécimen de la lame de dissection. </li><li> Abaissez doucement le spécimen dans la glycérine. Doucement bouger la pince que vous les sortez de sous le spécimen. </li><li> Répétez les étapes 6.1 à 6.3 pour l'autre spécimen. </li><li> Tourner la lame de sorte que le côté le plus long est perpendiculaire à votre corps. Tenez votre couvercle en verre à un angle de 45 ° à la diapositive de sorte qu'il est de toucher la lame. Déplacez-le vers le frottis de glycérol jusqu'à ce qu'ils touchent. Maintenir le contact entre le couvercle en verre et faire glisser, déplacer lentement le couvercle en verre loin de la diffamation, vers le bord de la diapositive. Alignez les côtés de la lame et le couvercle en verre afin qu'elles soient parallèles. Tenez les coins de la vitre couvercle entre le pouce et l'index. </li><li> Ramassez la pince 15 ° dans l'autre main. Berceau de la partie supérieure (gratuit) bord du verre de couverture dans le creux du bras. Très lentement, baissez le couvercle en verre. Lorsqu'un contact est établi entre le couvercle en verre et le glycérol, s'arrêter et attendre pour le glycérol pour migrer. Répétez cette descente et attendre les monts RPE entiers sont entièrement couverts. Ceci, pour éviter le glycérol très visqueux de la capture de bulles d'air. NE PAS pousser sur la lamelle - le glycérol sera squeeze out de dessous, ce qui rend l'adhérence très faible. </li><li> Avec vernis à ongles transparent, peinture sur le périmètre où le couvercle en verre et faites glisser rencontrer. </li><li> Placer la lame sur le dessus d'un rack vide à sec. </li></ol> 7. Les résultats représentatifs: Le résultat de cette procédure doit être une structure qui ressemble à une fleur et devrait être assez symétrique. <img src="/files/ftp_upload/2563/2563fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Whole EPR de montage d'une souris de type sauvage C67Bl/6J. RPE du noir ou des animaux agouti doit être de couleur brun foncé et doit avoir une surface lisse. Il est normal de constater des ondulations dans la topographie des pétales. La pigmentation sur tout spécimen donnent peut-être quelque peu variable, en raison de la densité variable de la pigmentation des deux EPR et la choroïde sous-jacente. Les flèches blanches point à hypopigmentées «canaux» - ce qui est normal et est dû à la vascularisation sous-jacente de l'œil. Flèche bleue à des dommages physiques à la fois à l'EPR et la choroïde sous-jacente. <img src="/files/ftp_upload/2563/2563fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Whole EPR de montage d'une souris diluer. Spécimens récoltés à partir d'animaux peut diluer la couleur va du presque transparent au café au lait et tout spécimen ci est comme avoir une variabilité au sein, avait indiqué dans les cercles noirs ici. En général, les RPE récoltés à partir des animaux plus jeunes sont plus légers et ceux récoltés provenant d'animaux âgés sont plus sombres. Les flèches noires indiquent certains de la vascularisation sous-jacente, qui apparaît hypopigmentées. <img src="/files/ftp_upload/2563/2563fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. Phalloïdine coloration peut être utilisée pour détecter des dommages physiques à l'EPR. Coloration phalloïdine expose clairement les membranes cellulaires, montrant la forme hexagonale de l'épithélium. (A) Exemple d'une souris noire. (B) Exemple d'une souris diluer. <img src="/files/ftp_upload/2563/2563fig4.jpg" alt="Figure 4" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figure 4"> Figure 4. Un EPR mal disséqué d'une souris diluer. (A) Les parenthèses indiquent les marges de la cornée qui sont trop larges, ce qui peut provoquer le flambement et / ou de pliage. Dans le cercle noir que vous pouvez voir des quantités excessives de tissu étranger qui n'ont pas été retirés de l'arrière de l'œil. Ils sont particulièrement évidentes car l'échantillon est d'un animal diluer. Le pétale en bas à gauche est partiellement repliée. (B) Ce support a toute l'apparence d'un moulinet. Les flèches noires indiquent certaines des réductions qui ont été faites. Beaucoup de coupures de la fracture cornéo-scléral vers la tête du nerf optique ne sont pas en conformité avec le diamètre. (C) Les flèches noires indiquent la manière dont les coupes devraient avoir été faites, en ligne avec le diamètre et la perpendiculaire à la tangente.

<ol><li>Bishop, A. J., Kosaras, B., Sidman, R. L., Scheistl, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Benzo%28a%29pyrene+andX-rays+induce+reversions+of+the+pink-eyed+unstable+mutation+in+the+retinal+pigmentepithelium+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Mutat.+Res.%22%5BJournal%5D)">Benzo(a)pyrene andX-rays induce reversions of the pink-eyed unstable mutation in the retinal pigmentepithelium of mice.</a> Mutat. Res.. 457, 31-31 (2000).</li>
<li>Reliene, R. H. lavacove, Mahadevan, A., Baird, B., M, W., Schiestl, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diesel+exhaust+particles+cause+increased+levels+of+DNA+deletions+after+transplacental+exposure+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Mutat.+Res%22%5BJournal%5D)">Diesel exhaust particles cause increased levels of DNA deletions after transplacental exposure in mice.</a> Mutat. Res. 570, 245-2452 (2005).</li>
<li>Bishop, A. J., Barlow, C., Wynshaw-Boris, A. J., Scheistl, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atm+deficiency+causes+increased+frequency+of+intrachromosomal+homologous+recombination+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Atm deficiency causes increased frequency of intrachromosomal homologous recombination in mice.</a> Cancer Res. 60, 395-399 (2000).</li>
<li>Brown, A. D., Claybon, A. B., Bishop, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+WRN+helicase+domain+is+not+required+for+spontaneous+homologous+recombination-mediated+DNA+deletion%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Nucleic+Acids%22%5BJournal%5D)">Mouse WRN helicase domain is not required for spontaneous homologous recombination-mediated DNA deletion.</a> J. Nucleic Acids. , (2010).</li>
<li>Claybon, A., Karia, B., Bruce, C., Bishop, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PARP1+suppresses+homologous+recombination+events+in+mice+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">PARP1 suppresses homologous recombination events in mice in vivo.</a> Nucleic Acids Res. , Forthcoming (2010).</li>
<li>Bishop, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((p53-%2C+and+Gadd45a-deficient+mice+show+an+increased+frequency+ofhomologous+recombination+at+different+stages+during+development%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">p53-, and Gadd45a-deficient mice show an increased frequency ofhomologous recombination at different stages during development.</a> Cancer Res. 63, 5335-5343 (2003).</li>
<li>Bodenstein, L., Sidman, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+and+development+of+the+mouse+retinalpigment+epithelium.+Part+I.+Cell+and+tissue+morphometrics+and+topography+of+mitoticactivity%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Growth and development of the mouse retinalpigment epithelium. Part I. Cell and tissue morphometrics and topography of mitoticactivity.</a> Dev Biol. 121, 192-204 (1987).</li>
<li>Burke, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epithelial+phenotype+and+the+RPE%3A+is+the+answer+blowing+in+the+Wnt%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Retin.+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Epithelial phenotype and the RPE: is the answer blowing in the Wnt?</a> Prog Retin. Eye Res. 27, 579-595 (2008).</li>
</ol>

L&#39;EPR est le site de l&#39;essai p de l&#39;ONU, un essai in vivo d&#39;homologie dirigée réparation. Le dosage de l&#39;ONU p a été utilisé pour étudier les effets des dommages d&#39;ADN différentes 1,2 et de signalisation des dommages de l&#39;ADN et les gènes de réparation 3,4,5 sur la fréquence d&#39;homologie dirigée réparation. Ce test est très sensible, en détectant une seule cellule événements sur l&#39;EPR 1. Il peut aussi dét...

<table><tbody><tr><td>pinces droites</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-4903</td><td>embout : 0,08 x 0,04 mm matériau : INOX</td></tr><tr><td>pinces à 45&amp;#x00B0;</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5005</td><td>embout : 0,05 x 0,01 mm matériau : INOX</td></tr><tr><td>pinces à 15&amp;#x00B0; orientées vers le &quot;haut&quot;</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5045A</td><td>embout : 0,1 x 0,06 mm matériau : INOX</td></tr><tr><td>ciseaux à ressort</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5604</td><td>largeur de l'embout combiné 0,3 mm, longueur du tranchant 3 mm, matériau : acier inoxydable</td></tr><tr><td>microscope stéréoscopique binoculaire</td><td>Carl Zeiss, Inc.</td><td>Discovery V.8</td><td>utiliser une source de lumière réfléchie</td></tr><tr><td>phalloïdine</td><td>Invitrogen</td><td>A22283</td><td>Alexa Fluor 546</td></tr></tbody></table>

dissection d&#39;un oeil de la souris pour un mont entiers de l&#39;épithélium pigmentaire rétinien

Dissection of a Mouse Eye for a Whole Mount of the Retinal Pigment Epithelium

L&#39;épithélium pigmentaire rétinien (EPR) se trouve à l&#39;arrière de l&#39;œil chez les mammifères, juste sous la rétine neurale, qui contient les photorécepteurs (cônes et bâtonnets). L&#39;EPR est une monocouche de cellules cubiques pigmentaires et associés étroitement avec la rétine neurale juste au dessus. Cette association fait l&#39;EPR de grand intérêt pour les chercheurs qui étudient les maladies rétiniennes. L&#39;EPR est aussi le site d&#39;un essai in vivo d&#39;homologie dirigée réparation de l&#39;ADN, le test p ONU. L&#39;oeil de la souris est particulièrement difficile de disséquer en raison de sa petite taille (environ 3,5 mm de diamètre) et sa forme sphérique. Cet article montre en détail une procédure pour la dissection de l&#39;œil entraînant une monture ensemble de l&#39;EPR. Dans cette procédure, nous montrons comment travailler avec, plutôt que contre, la structure sphérique de l&#39;œil. En bref, le tissu conjonctif, des muscles et du nerf optique sont retirés du fond de l&#39;œil. Ensuite, la cornée et le cristallin sont supprimés. Ensuite, coupures stratégiques sont prises qui aboutissent à un aplatissement significatif du tissu restant. Enfin, la rétine neurale est délicatement soulevé, révélant une RPE intacte, ce qui est encore attaché à la choroïde sous-jacente et la sclère. Ce support entière peut être utilisé pour effectuer le test p ONU ou de l&#39;évaluation immunohistochimie ou immunofluorescence du tissu EPR.

Une démonstration formelle de la dissection d&#39;un oeil de la souris, résultant en une monture ensemble de l&#39;épithélium pigmentaire rétinien.

Dissection d&#39;un oeil de la souris pour un mont entiers de l&#39;épithélium pigmentaire rétinien

L'épithélium pigmentaire rétinien (EPR) se situe à l'arrière de l'œil des mammifères, juste sous la rétine neurale, laquelle contient les photorécepteurs (bâtonnets et ...

Je m'appelle Allison Clavon. Je suis assistante de recherche pour le Dr. Alex Bishop à l'Institut de recherche sur le cancer pédiatrique Gree au centre des sciences de la santé de l'UT à San Antonio, au Texas. Aujourd'hui, je vais vous montrer comment disséquer l'œil d'un rongeur afin d'obtenir une préparation complète de l'épithélium pigmentaire rétinien.Ce tissu présente un intérêt pour l'étude du développement et des maladies de la rétine et constitue également le site d'un test de réparation de l'ADN dirigée par homologie in vivo. Commençons donc. Voici un œil prêt à être disséqué.Tout d'abord, examinons les structures anatomiques que vous utiliserez comme repères tout au long de la procédure. Ce sont les yeux d'un animal dilué. Voici le nerf optique à l'arrière de l'œil opposé.C'est la cornée. L'iris apparaît à travers la cornée. La zone blanchâtre à l'arrière de l'œil est la sclérotique.Par conséquent, cette région est appelée la limite cornéo-sclérale. La première étape de la dissection consiste à retirer les tissus superflus tels que le tissu conjonctif musculaire et le nerf optique. Ensuite, il faut enlever la cornée en effectuant une incision circulaire.À ce stade, le cri

dissection-mouse-eye-for-whole-mount-retinal-pigment

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

La technique de dissection illustre l'éviscération du vitré, la rétine et le cristallin de l'oeil de la souris, une séparation par centrifugation, et la caractérisation des dosages de protéines.

L&#39;éviscération des corps vitré et la rétine de la souris pour les analyses protéomiques

La technique de dissection illustre énucléation de l'oeil de la souris pour la fixation des tissus pour réaliser le phénotypage à haut débit écrans.

L&#39;énucléation des yeux de souris à distance pour le phénotypage à haut débit

Cette vidéo décrit un protocole permettant d’isoler la cupule rétinienne sans les couches externes du globe oculaire d’une souris. Le tissu rétinien extrait peut aider à étudier diverses voies métaboliques se produisant dans les cellules rétiniennes.

Extraction de la cupule rétinienne de la souris : une intervention chirurgicale pour obtenir une cupule rétinienne intacte de l’œil de la souris

Le protocole décrit ici concerne l’évaluation structurelle d’une préparation rétinienne entière. Cela comprend des descriptions de dissection tissulaire, de montage sur un insert de membrane en polytétrafluoroéthylène (PTFE) hydrophilisé, de chargement en bolus avec des marqueurs fluorescents et une comparaison de la fixation avec du carbodiimide et du paraformaldéhyde pour l’analyse immunohistochimique des composants cellulaires et synaptiques.

Protocole optimisé pour la rétine Wholemount Préparation pour l&#39;imagerie et immunohistochimie

Ce rapport décrit des méthodes complètes pour préparer les sections congelées de rétine de souris pour l'immunohistochimie (IHC).  Les méthodes décrites incluent la dissection de la tasse postérieure oculaire, la fixation de paraformaldehyde, l'intégration dans la température de coupe optimale (OCT) orientation de médias et de tissu, sectionnement et immunostaining.

Préparation de la souris Retinal Cryo-sections pour l'immunohistochimie

Ce protocole, qui a été initialement rapporté par Fernandez-Godino et coll. en 20161, décrit une méthode pour isoler efficacement et culturer les cellules RPE de souris, qui forment un monocouche RPE fonctionnel et polarisé en moins d’une semaine sur les plaques Transwell. La procédure dure environ 3 heures.

Dissection efficace et culture des cellules épithéliales rétiniennes primaires de pigment de souris

Cet article présente un protocole pour la microdissection oculaire chez les rongeurs. Le processus implique l’énucléation du globe oculaire avec la membrane nictitante (c’est-à-dire la troisième paupière). Ceci est ensuite suivi par la séparation des cupules postérieures et antérieures.

Microdissection de l’œil de rongeur

Les modèles murins peuvent être des outils utiles pour étudier la biologie de l’épithélium pigmenté rétinien (EPR). Il a été établi que les souris peuvent développer un éventail de pathologies RPE. Ici, nous décrivons un protocole de phénotypage pour élucider et quantifier les pathologies RPE chez la souris en utilisant la lumière, l’électron de transmission et la microscopie confocale.

Protocole d’évaluation et de quantification des pathologies de l’épithélium pigmenté rétinien dans des modèles murins de dégénérescence maculaire liée à l’âge

L’épithélium pigmentaire rétinien (EPR) agit comme une barrière cruciale entre la choroïde et la rétine, favorisant la santé et la fonction des types de cellules rétiniennes, telles que les photorécepteurs. Nous décrivons ici un protocole simple et efficace pour isoler et cultiver l’EPR murin adulte.

Méthode simplifiée d’isolement et de culture de cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes de souris adultes

Ce protocole décrit la procédure d’isolement de la rétine de souris et d’immunomarquage pour marquer toutes les cellules ganglionnaires de la rétine (CGR). Le processus est suivi d’une imagerie et d’un comptage automatique des CGR à l’aide d’un logiciel basé sur l’IA, offrant une méthode simple, rapide et précise pour quantifier les CGR dans l’ensemble de la rétine de la souris.

Immunocoloration intégrale et comptage automatique des cellules ganglionnaires rétiniennes de souris

Un protocole pour la préparation de cryocoupes rétiniennes de souris et la réalisation d’immunomarquage sur les photorécepteurs est décrit. Cet article permet aux chercheurs de produire de manière cohérente des coupes rétiniennes congelées de souris avec une morphologie bien préservée et des résultats d’immunomarquage de haute qualité.

Cryosectionnement et immunomarquage de la rétine de souris

Apprenez la dissection de l'œil de souris pour obtenir un montage entier de l'épithélium pigmentaire rétinien. Cette technique permet d'étudier le développement rétinien et les maladies oculaires chez Mus musculus.

Dissection d'un oeil de la souris pour un mont entiers de l'épithélium pigmentaire rétinien

Explorer plus de vidéos