Name: Solide plaque à base de restriction alimentaire Caenorhabditis elegans /em (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-05-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 13 s
Description: Découvrez la restriction alimentaire sur plaque solide chez Caenorhabditis elegans pour étudier la longévité et la reproduction. Cette méthode utilise des bactéries tuées pour explorer les effets métaboliques du régime.

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Ce travail a été soutenu par une bourse de pilote de Centre de choc Nathan (P30 AG13283) et une subvention R01 (R01 AG028516) du National Institute on Aging (NIA) à A.-LH

1. Établir une courbe d'étalonnage pour l'estimation des concentrations de bactéries Cette section décrit une méthode pour l'estimation de la concentration de bactéries pour toute souche donnée de bactéries (par exemple, OP50, HT115) qui sera utilisé comme source de nourriture pour les expériences de restriction alimentaire en C. elegans. Courbes d'étalonnage distincts devraient être établis pour chaque bactérie souche utilisée. <ol><li> Inoculer une seule colonie de E. coli OP50 bactéries sélectionnées dans une série fraîche de bactéries sur une gélose LB en 3 ml de bouillon LB liquide. </li><li> Placer OP50 culture à 37 ° C shaker et permettent aux bactéries de croître durant la nuit. </li><li> Préparer série 2 dilutions de la suspension bactérienne de la culture de la nuit (2x, 4x, 8x, 16x, 32x). </li><li> Mesurer l'absorbance (densité optique) de chaque dilution à 600 nm par un spectrophotomètre, en trois exemplaires. </li><li> Diluer chaque suspension bactérienne 1000000 fois (1000-dilution deux fois). </li><li> Fais 0,4 ml de suspension bactérienne de chaque dilution de répartir uniformément sur une plaque de 100 mm LB agar. </li><li> Placez les plaques LB avec OP50 dans un incubateur à 37 ° C pendant 18-24 heures. </li><li> Comptez le nombre de colonies bactériennes cultivées sur chaque assiette. Le nombre de colonies sont utilisées pour calculer ufc (unité formant colonie) par ml pour chaque échantillon. </li><li> La relation entre la DO mesurées 600 valeurs et OP50 concentrations de bactéries peuvent être établies en traçant DO 600 en fonction de la concentration bactérienne (UFC / ml) et en effectuant une analyse de régression linéaire (figure 1). </li></ol> Solutions: <table border="1"><tbody><tr><td colspan="2"> Luria Broth (LB), 1L: </td></tr><tr><td> 10 g </td><td> Bacto-tryptone </td></tr><tr><td> 5 g </td><td> Extrait de levure </td></tr><tr><td> 10 g </td><td> NaCl </td></tr></tbody></table> Ajouter de l'eau déminéralisée pour 1L. Autoclave et conserver à température ambiante. 2. Préparation de la plaque solide basée sur la restriction alimentaire (DTS) plaques Cette section décrit la préparation des plaques pour une utilisation en milieu solide plaque de base alimentaires de restriction (DTS) expériences. Normalement, on considère une concentration de bactéries de 1 x 10 11 ufc / mL que l'état du ad libitum d'alimentation et 1 x 10 8 ufc / mL que l'état DR alimentation optimale pour cette méthode. Toutefois, 4-6 différentes concentrations de bactéries peuvent être nécessaires pour établir une complète relation dose-dépendant pour les DTS et ses réponses. <ol><li> Inoculer une seule colonie de E. Coli OP50 bactéries dans 3 ml de bouillon LB liquide. </li><li> Placer la culture dans 37 OP50 agitateur ° C et permettent aux bactéries de croître pendant 6-8 heures. </li><li> Transfert de la culture OP50 à un nouveau flacon contenant 500 ml de bouillon LB, et placer la culture OP50 de retour à 37 ° C durant la nuit agitateur. </li><li> Mesurer la DO 600 de la culture OP50 pour déterminer la concentration des bactéries (la concentration est calculée en utilisant la courbe de calibration générée dans la partie 1). Des dilutions appropriées peuvent être nécessaires pour une mesure précise de l'absorbance. </li><li> Pellet OP50 bactéries par centrifugation à 1500 g pendant 20 minutes. </li><li> Resuspendre bactérie à une concentration de 1 x 10 12 ufc / mL. </li><li> Préparer 10 ml de culture de bactéries dans six concentrations différentes: 1 x 10 12, 10 11, 10 10, 10 9, 10 8, 10 7 ufc / mL. </li><li> Pipeter 0,2 ml de culture de bactéries dans le centre d'une plaque de 60 mm solidifié NGM. Évitez de toucher la surface de la plaque avec la pointe de pipette, que les entailles à la surface permettent de creuser dans les vers de la gélose. </li><li> Placer les plaques dans 37 incubateur ° C pendant 1 heure. </li><li> Appliquer 10 pi de 100mg/mL carbénicilline et 10 uL de kanamycine 50MG/ML à chaque plaque d'arrêter la croissance de la bactérie. </li><li> Plaques magasin avec différentes concentrations d'antibiotiques ont tué les bactéries à 4 ° C pour une utilisation future (jusqu'à un mois). Il est important de préparer et de stocker assez d'assiettes pour l'expérience entière planifié au moins 1-2 jours à venir. En utilisant le même lot de plaques pour les expériences de l'ensemble est préférable. </li><li> Pour vérifier la viabilité de la bactérie, gratter quelques bactéries sur des plaques de DTS et l'étaler sur une plaque de NGM vide avec carbénicilline et la kanamycine. Placer la plaque dans 37 incubateur ° C pendant 6-8 heures puis vérifiez à la croissance des bactéries (pas de croissance des bactéries doit être observé). </li></ol> Solutions <table border="1"><tbody><tr><td colspan="2"> Croissance nématode médias (NGM), 1L: </td></tr><tr><td> 3 g </td><td> NaCl </td></tr><tr><td> 2,5 g </td><td> Bacto-peptone </td></tr><tr><td> 20g </td><td> Agar </td></tr></tbody></table>ove_content "autoclave&gt; pendant 40 minutes et laisser refroidir à 65 ° C, puis ajouter: <table border="1"><tbody><tr><td> 1 ml </td><td> 1 M MgSO 4 </td></tr><tr><td> 1 ml </td><td> 1 M de CaCl 2 </td></tr><tr><td> 1 ml </td><td> 5 mg / ml de cholestérol </td></tr><tr><td> 25 ml </td><td> Phosphate de potassium 1M, pH 6,0 </td></tr></tbody></table> Verser immédiatement NGM liquide sur 60 mm x 15 mm dans les boîtes de Pétri aliquotes de 10 ml 3. Mise en place d'expériences de DTS Pour la plupart des études SDR-connexes, telles que l'analyse la longévité et la fertilité de profilage, la préparation d'un âge synchronisée de la population de vers de terre est essentielle. Pour d'autres études, il suffit de transférer les vers d'une plaque régulière OP50 à une plaque de DTS pour lancer la restriction alimentaire. Dans cette section, un protocole pour mettre en place une analyse durée de vie pour les animaux de DTS est décrit comme un exemple. <ol><li> Utilisez un sélecteur de ver de platine pour le transfert de 20 à 30 adultes reproducteurs actifs sur plusieurs plaques NGM régulier avec OP50. Selon le nombre d'œufs requis pour les expériences, plus d'adultes peut être nécessaire. </li><li> Laisser les plaques à 20 ° C pendant 4 heures pour permettre la ponte des œufs. </li><li> Retirez les adultes à partir de la plaque. Les plaques doivent être inspectés visuellement pour les oeufs. </li><li> Laisser les plaques à 20 ° C et laisser la descendance de développer dans la phase Late-L4/day adulte 1. Habituellement, cela prend 3 jours pour les vers N2 types sauvages à 20 ° C. </li><li> Transfert d'un nombre approprié de jours 1 adulte sur la plaque de DTS pour lancer la restriction alimentaire. </li><li> Pour une analyse cycle de vie, mis en place un total de 6-8 plaques avec 10-20 ver par plaque pour chaque condition de DTS. </li><li> Score à la viabilité de chaque ver tous les 2 jours jusqu'à ce que tous les vers sont morts. Il est essentiel que les vers soient transférés à des plaques de DTS frais tous les 12-48 heures pour éviter la privation complète d'aliments. </li></ol> 4. Les résultats représentatifs: Montre la figure 1 est un tracé d'une courbe d'étalonnage représentant pour l'estimation de la concentration OP50 par rapport à OD 600. L'équation générée par analyse de régression revêtement peut être utilisé pour tous les futurs calculs des concentrations de bactéries OP50. Montre la figure 2 est un exemple de dosage de l'effet des traitements chroniques sur les DTS durée de vie moyenne de souches différentes ver. La ligne bleue représente une normale dose-dépendante de réponse de vers de type sauvage de DTS. La ligne rouge indique que l'effet durée de vie de DTS est partiellement supprimée par la RRC-2 OE, tandis que daf-16 (mu86) n'a aucun effet sur ​​l'extension DTS-induite durée de vie. Détails de la méthode pour effectuer des analyses durée de vie en C. elegans est décrite dans la littérature antérieure 1-3. <img src="/files/ftp_upload/2701/2701fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Résultat représentatif d'une courbe de calibration pour l'estimation de E. Coli OP50 concentration. OP50 concentration est tracée en fonction de la mesure OD 600 valeurs. Les barres d'erreur = DD culture de nuit bactérienne a été dilué 1.5x, 2x, 4x, 8x, 16x, 32x avant la mesure d'absorbance, puis dilué 1000 x deux fois avant de mesure UFC. <img src="/files/ftp_upload/2701/2701fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Résultat représentatif d'un C. elegans expérience comparant la durée de vie des animaux sauvages type N2 (en bleu) avec deux mutants différents (vert et rouge) en réponse à de DTS (figure de Ching et al. 4). Les barres d'erreur = SEM

<ol><li>Hsu, A. L., Murphy, C. T., Kenyon, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+aging+and+age-related+disease+by+DAF-16+and+heat-shock+factor%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Regulation of aging and age-related disease by DAF-16 and heat-shock factor.</a> Science. 300, 1142-1145 (2003).</li>
<li>Kenyon, C., Chang, J., Gensch, E., Rudner, A., Tabtiang, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+C.+elegans+mutant+that+lives+twice+as+long+as+wild+type%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A C. elegans mutant that lives twice as long as wild type.</a> Nature. 366, 461-464 (1993).</li>
<li>Apfeld, J., Kenyon, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+lifespan+by+sensory+perception+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Regulation of lifespan by sensory perception in Caenorhabditis elegans.</a> Nature. 402, 804-809 (1999).</li>
<li>Ching, T. T., Paal, A. B., Mehta, A., Zhong, L., Hsu, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((drr-2+encodes+an+eIF4H+that+acts+downstream+of+TOR+in+diet-restriction-induced+longevity+of+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Aging+Cell%22%5BJournal%5D)">drr-2 encodes an eIF4H that acts downstream of TOR in diet-restriction-induced longevity of C. elegans.</a> Aging Cell. 9, 545-557 (2010).</li>
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<li>Kaeberlein, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lifespan+extension+in+Caenorhabditis+elegans+by+complete+removal+of+food%5BTitle%5D)+AND+%22Aging+Cell%22%5BJournal%5D)">Lifespan extension in Caenorhabditis elegans by complete removal of food.</a> Aging Cell. 5, 487-494 (2006).</li>
<li>Greer, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+AMPK-FOXO+pathway+mediates+longevity+induced+by+a+novel+method+of+dietary+restriction+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">An AMPK-FOXO pathway mediates longevity induced by a novel method of dietary restriction in C. elegans.</a> Curr Biol. 17, 1646-1656 (2007).</li>
</ol>

La restriction alimentaire (DR) est connu pour augmenter la durée de vie et de retarder l&#39;apparition de diverses maladies liées au vieillissement dans une large gamme d&#39;espèces, y compris les mammifères 5-7. Manipulations environnementaux et génétiques ont été utilisées pour modéliser DR en C. elegans, y compris les vers de culture dans un milieu semi-défini de liquide 8,9, la dilution de la source de nourriture des bactéries en milieu liquide 10-12, et l&#39;utilisation...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Société </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> Carbénicilline </td><td> Duchefa Biochemie </td><td> C0109.25 </td><td> Dissous dans l&#39;eau. </td></tr><tr><td> Kanamycine </td><td> Roche </td><td> 10106801001 </td><td> Dissous dans l&#39;eau. </td></tr><tr><td> Bacto-peptone </td><td> Becton, Dickinson and Company </td><td> DF0118072 </td><td></td></tr><tr><td> Bacto-tryptone </td><td> Becton, Dickinson and Company </td><td> DF0123075 </td><td></td></tr><tr><td> Bacto-extrait de levure </td><td> Becton, Dickinson and Company </td><td> DF0127071 </td><td></td></tr><tr><td> Agar </td><td> Becton, Dickinson and Company </td><td> DF00145170 </td><td></td></tr><tr><td> Tube de culture stérile </td><td> USA Scientific </td><td> 1485-0810 </td><td></td></tr><tr><td> Spectrophotomètre </td><td> Amersham Biosciences </td><td> Gene Quant Pro </td><td> Amersham fait maintenant partie de GE Healthcare. </td></tr><tr><td> Microscope à dissection </td><td> Zeiss </td><td> Stemi 2000 </td><td></td></tr><tr><td> Centrifugeuse </td><td> Beckman Coulter </td><td> Accuspin FR </td><td></td></tr></tbody></table>

solide plaque à base de restriction alimentaire caenorhabditis elegans</em

Solid Plate-based Dietary Restriction in Caenorhabditis elegans

Réduction de la consommation d&#39;aliments sans malnutrition ou de famine est connue pour augmenter la durée de vie et de retarder l&#39;apparition de diverses maladies liées au vieillissement dans une large gamme d&#39;espèces, y compris les mammifères. Elle entraîne également une diminution du poids corporel et de la fertilité, ainsi que des niveaux plus bas de glucose plasmatique, l&#39;insuline et l&#39;IGF-1 chez ces animaux. Ce traitement est souvent désigné comme la restriction alimentaire (DR) ou de la restriction calorique (RC). Le nématode Caenorhabditis elegans est apparu comme un organisme modèle important pour étudier la biologie du vieillissement. Manipulations environnementaux et génétiques ont été utilisées pour modéliser DR et ont montré de prolonger la durée de vie en C. elegans. Cependant, la plupart des études ont rapporté DR en C. elegans ont été réalisées en propageant des animaux dans des milieux liquides, tandis que la plupart des études génétiques dans le domaine du vieillissement ont été réalisés sur la gélose standard de solide dans des boîtes de Pétri. Nous présentons ici un protocole standard de DR à l&#39;aide NGM solides à base de gélose plaque avec des bactéries tuées.

Nous présentons ici un protocole pour la réalisation solide plaque de base de la restriction alimentaire au<em&gt; C. elegans</em&gt; Avec des bactéries tuées.

Solide plaque à base de restriction alimentaire Caenorhabditis elegans</em

Il est connu que la réduction de l'apport alimentaire, sans malnutrition ni inanition, augmente la longévité et retarde l'apparition de diverses maladies liées à l'âge chez un large...

La procédure consiste à appliquer une restriction alimentaire sur la plaque standard à base d'agar en milieu marin afin d'étudier ses effets sur la longévité, la reproduction et le métabolisme. Ceci est réalisé en mesurant d'abord avec précision la concentration des bactéries qui seront utilisées comme source alimentaire. La deuxième étape de la procédure consiste à diluer correctement la culture bactérienne à des concentrations appropriées.Ensuite, préparez des plaques SDR avec des bactéries inactivées. Enfin, mettez en place des expériences SDR avec une population de vers synchronisés par âge. Les résultats des mesures de production de progéniture et de durée de vie peuvent montrer une production de progéniture retardée et réduite, ainsi qu'une durée de vie moyenne accrue.L'avantage principal de cette technique par rapport à 60 méthodes comme Dian en milieu AZA est que l'ensemble de l'expérience sera réalisée sur un milieu solide standard à base d'AGA, utilisé par la plupart des laboratoires de recherche sur les organismes à sang chaud. Pour les expériences de restriction alimentaire et chez *C. elegans*, établissez des courbes d'étalonnage distinctes pour chaque souche bactérienne utilisée comme source alimentaire. Prélevez une colonie unique de la bactérie *E. coli* OP50 à partir d'un isolement récent sur gélose LB et inoculez trois millilitres de bouillon LB liquide en culture agitée à 37 °C pendant la nuit. Préparez des dilutions sériées par doublement du facteur deux de la culture de nuit.Ensuite, mesurez l'absorbance de chaque dilution à 600 nanomètres au spectrophotomètre, en triple exemplaire. Ensuite, diluez davantage chaque suspension bactérienne d'un facteur d'un million, puis ensemencez uniformément 0,4 millilitre de la suspension bactérienne de chaque dilution sur une boîte de Petri au milieu LB de 100 millimètres et incubez à 37 degrés Celsius pendant 18 à 24 heures. Comptez le nombre de colonies bactériennes développées sur chaque boîte afin de calculer le nombre d'unités formant colonies par millilitre pour chaque échantillon.Tracez maintenant l'OD 600 en fonction de la concentration bactérienne et effectuez une analyse de régression linéaire afin d'établir la relation entre les valeurs d'OD 600 mesurées et les concentrations bactériennes OP 50. Pour cette méthode, une concentration bactérienne de 1 × 10¹¹ UFC/mL est utilisée dans la condition d'alimentation ad libitum, et de 1 × 10⁸ UFC/mL comme condition optimale d'alimentation en régime restreint. Toutefois, quatre à six concentrations bactériennes différentes peuvent être nécessaires pour établir une relation complète dépendante de la dose.Pour le SDR et ses réponses. Préparer un inoculum avec une colonie unique de bactéries Escherichia coli OP50 dans trois millilitres de bouillon LB liquide, cultivé dans un agitateur à 37 degrés Celsius pendant six à huit heures. Transférer la culture OP50 dans un nouveau flacon contenant 500 millilitres de bouillon LB et faire croître toute la nuit afin que les bactéries atteignent la saturation, si nécessaire.Préparez une dilution appropriée de la culture OP 50 pour la mesure de l'absorbance à OD 600. Pour déterminer la concentration bactérienne, faites précipiter les bactéries par centrifugation à 1500 Gs pendant 20 minutes. Éliminez le surnageant et resuspendez les bactéries à une concentration de un fois 10 à la 12e UFC par millilitre.Préparez maintenant 10 millilitres de cultures bactériennes à six concentrations différentes, allant de 1 × 10¹² à 1 × 10⁷ UFC par millilitre. Déposez 0,2 millilitre de culture bactérienne au centre d'une plaque N GM solidifiée de 60 millimètres. Évitez de toucher la surface de la plaque avec l'embout de la pipette, car les rayures sur la surface permettent aux vers de s'enfouir dans les zones aérées.Placer les boîtes dans un incubateur à 37 degrés Celsius pendant une heure. Ensuite, appliquer 10 microlitres de 100 milligrammes par millilitre de carbonic soin et 10 microlitres de 50 milligrammes par millilitre de can mycin sur chaque boîte afin d'obtenir une croissance bactérienne résiduelle. Conserver les boîtes contenant différentes concentrations d'antibiotique ayant tué les bactéries à quatre degrés Celsius pour une utilisation ultérieure jusqu'à un mois.Il est important de préparer et de conserver suffisamment de plaques, de préférence issues du même lot pour l'ensemble de l'expérience. Réalisez un test au moins un à deux jours à l'avance afin de vérifier la viabilité des bactéries. Grattez quelques bactéries à partir des plaques SDR et étalez-les sur une plaque N GM vide contenant du carbonyle, de la sein et de l'antimycine.Placer la plaque dans un incubateur à 37 degrés Celsius pendant six à huit heures et confirmer l'absence de croissance bactérienne. Pour la plupart des études liées au SDR, telles que l'analyse de la durée de vie et le profilage de la production de progéniture, la préparation d'une population de vers âgés synchronisés est essentielle. Utiliser un prélèveur de vers en platine pour transférer 20 à 30 adultes reproductivement actifs sur plusieurs plaques NGM classiques.Avec OP 50. Selon le nombre d'œufs requis pour les expériences, un plus grand nombre d'adultes peut être nécessaire. Laisser les boîtes à 20 degrés Celsius pendant quatre heures afin de permettre la ponte.Retirer les adultes de la boîte et examiner visuellement les boîtes à la recherche d'œufs. Continuer à incuber les boîtes à 20 degrés Celsius pour permettre aux descendants de se développer jusqu'au stade adulte tardif L4/jour 1. Généralement, cela prend trois jours pour les vers de type sauvage N2 à 20 degrés Celsius.Pour l'analyse de la durée de vie. Transférez 10 à 12 vers adultes du jour 1 sur une plaque SDR afin d'initier la restriction alimentaire. Pour obtenir une puissance statistique suffisante, utilisez un total de 60 à 100 vers pour chaque condition SDR.Évaluez la viabilité de chaque ver tous les deux à trois jours jusqu'à ce que tous les vers soient morts. Transférez les vers sur des plaques SDR fraîches tous les deux jours pour éviter la famine. Cette courbe d'étalonnage représente la concentration d'OP 50 en fonction de l'OD 600.L'équation générée par l'analyse de régression linéaire peut être utilisée pour tous les calculs futurs des concentrations bactériennes OP 50. Cette étude évalue l'effet de traitements chroniques de SDR sur la durée de vie moyenne de différentes souches de vers, comparée à la réponse dépendante de la dose normale des vers de type sauvage au SDR. L'effet du SDR sur la durée de vie est partiellement supprimé par la surexpression de DR deux, tandis que la mutation DAF 16 MU 86 n'a aucun effet sur l'allongement de la durée de vie induit par le SDR.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment effectuer Dian sur le jeu standard AGA basé sur l'élégance en mer.

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Ce protocole décrit une méthode pour la culture à grande échelle de Caenorhabditis elegans , sur des milieux solides. Comme alternative à la culture liquide, ce protocole permet d’obtenir les paramètres de différentes échelles en culture axée sur la plaque. Cela augmente la comparabilité des résultats en omettant les différences morphologiques et métaboliques entre culture des médias liquides et solides.

Axée sur la plaque de culture à grande échelle de Caenorhabditis elegans: préparation des échantillons pour l’étude des modifications métaboliques dans le diabète

Le déclin protéostatique est une caractéristique du vieillissement, facilitant l’apparition de maladies neurodégénératives. Nous décrivons un protocole pour mesurer quantifiablement la protéostase dans deux tissus différents de Caenorhabditis elegans par l’expression hétérologue de répétitions de polyglutamine fusionnées à un rapporteur fluorescent. Ce modèle permet une analyse génétique in vivo rapide de la protéostasie.

Quantification du déclin protéostatique spécifique aux tissus chez Caenorhabditis elegans

Le protocole suivant décrit le développement et l’optimisation d’un flux de travail à haut débit pour la culture de vers, l’imagerie par fluorescence et le traitement automatisé d’images afin de quantifier les agrégats de polyglutamines en tant qu’évaluation des changements dans la protéostasie.

Automatisation de la quantification agrégée chez Caenorhabditis elegans

Il s’agit d’une méthode couramment utilisée pour la dissection de gonades de C. elegans suivie d’une fissure de congélation, qui produit des échantillons germinaux pour l’immunofluorescence via la coloration des anticorps, ou pour la coloration DAPI simple pour visualiser l’ADN. Ce protocole a été couronné de succès pour les étudiants de premier cycle dans un laboratoire de recherche et dans une expérience de recherche de premier cycle basée sur des cours.

C. elegans Dissection de gonade et fissure de congélation pour immunofluorescence et coloration DAPI

Ce protocole décrit un test permettant de quantifier le taux d’alimentation de Caenorhabditis elegans basé sur la mesure de l’élimination des bactéries en culture liquide.

Quantifier l’apport alimentaire chez Caenorhabditis elegans en mesurant la clairance bactérienne

Découvrez la restriction alimentaire sur plaque solide chez Caenorhabditis elegans pour étudier la longévité et la reproduction. Cette méthode utilise des bactéries tuées pour explorer les effets métaboliques du régime.

Solide plaque à base de restriction alimentaire Caenorhabditis elegans

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