Name: Non-chirurgicale instillation intratrachéale de souris avec analyse des poumons et les ganglions lymphatiques drainant poumon par cytométrie en flux (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-05-02T17:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 1 s
Description: Apprenez une méthode non chirurgicale d'instillation intratrachéale chez la souris pour étudier les réponses immunitaires pulmonaires. Cette technique permet l'analyse par cytométrie en flux des cellules immunitaires et de leur migration vers les ganglions lymphatiques drainants.

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1. Avant le processus, de préparer et de rassembler les éléments suivants <ol><li> S'il vous plaît se référer à l'image de la figure 1a) et 1b) pour la construction d'une plateforme en bois pour retenir la souris durant la procédure. </li><li> Mélange de digestion des ganglions lymphatiques - HBSS + 1.25mg/ml collagénase TypeIV ou 2,5 mg / ml de collagénase D </li><li> Mélange de digestion des poumons - HBSS + 1 mg / ml de collagénase </li><li> Diluer billes de latex (1:20) dans du PBS pour l'injection intrapéritonéale de visualiser les LDLNs </li></ol> Remarque: LDLNs sont petites et difficiles à trouver. Pour savoir comment les trouver, d'injecter 200 pl de la dilution 1:20 rouges billes de latex fluorescentes ip dans la souris. Le péritoine drains à ces LDLNs 8. 24 hpi, exposer la cavité thoracique de la souris comme décrit ci-dessus. Le LDLNs sera de couleur rose à partir des billes qui a drainé de la cavité péritonéale. <ol start="5"><li> Globules rouges (RBC) Lysis Buffer - 0,15 M NH 4 Cl, 10 mM de KHCO3, 0,1 mM Na 2 EDTA dans 1L dH 2 0. Ajuster le pH à 7.2 à 7.4 et stocker à température ambiante. </li><li> Tamis cellulaire 70μm ou 100 microns </li><li> Solution mère d'EDTA 0,5 M, pH = 8,0 </li><li> HBSS sans CaCl 2 et MgCl 2 </li><li> Ciseaux et pinces à bouts francs </li><li> Laryngoscope </li><li> Gavage aiguille (calibre 22) pliés à un angle (figure 2) </li><li> Styromousse bord et broches pour la diffusion de la souris </li><li> L'équilibre pan Haut </li><li> Bleu d'aniline Solution - 10mg/ml dans H 2 O </li></ol> Remarque: Nous allons utiliser cette solution pour la démonstration de la technique d'injection elle. 2. Préparation et administration de la souris anesthésie <ol><li> Préparer un mélange de xylazine et de kétamine dans du PBS stérile afin que les concentrations finales sont 2mg/ml et 10mg/ml respectivement. </li><li> Peser la souris sur une balance à plateau supérieur. </li><li> Calculer la dose requise pour chaque souris. Dose au xylazine (2-4 mg / kg) et la kétamine (70-80 mg / kg) le poids du corps en utilisant un volume approprié du mélange préparé et injecter intaperitoneally. Chaque souche de souris peut nécessiter l'optimisation de l'anesthésie. Les souris ayant reçu trop d'anesthésie peut avoir un taux de respiration réduite qui pourrait être fatale après l'inoculum est instillée dans les poumons. </li><li> Après 3-5 minutes, observer la souris pour les effets de l'anesthésie. Vérifiez les signes suivants afin de confirmer que la souris est totalement anesthésié: <ol><li> Le taux de respiration devrait ralentir. </li><li> La souris ne doit pas étirer son bras quand ramassé par le cou. </li><li> Il ne devrait pas y avoir de réponse lorsque les membres postérieurs sont stimulés. Si ces critères ne sont pas remplies, attendez quelques minutes et vérifier de nouveau avant de procéder à l'étape suivante. </li></ol></li></ol> 3. Injection intratrachéale <ol><li> Préparer l'inoculum dans une solution saline 50 pl. Remplir une seringue 1ml munie d'une aiguille stérile de gavage plié avec l'inoculum. La seringue doit être chargé avec une poche d'air derrière le 100 ul d'inoculum pour s'assurer que l'ensemble du fluide est instillée dans le poumon. </li><li> Placez la souris sur la plate-forme inclinée bois suspendue par ses incisives sur le fil et freiner doucement en place avec un morceau de ruban. </li><li> Allumez le laryngoscope avec votre main gauche (si vous êtes droitier) et de saisir une paire de pince émoussée terminée. Utilisez la pointe du laryngoscope et la pince pour détacher délicatement la bouche ouverte. </li><li> Avec la pince, tirez la langue dehors et maintenez-le sur le côté. Guide de la lame de laryngoscope vers l'arrière de la bouche. Gardez le laryngoscope enfoncée très doucement dans un angle de 90 ° jusqu'à ce que vous voyez à l'ouverture de la trachée. Tenez le laryngoscope en place. Des précautions doivent être prises lorsque vous tirez la langue de la bouche et cela doit être fait avec précaution afin de ne survient des dommages tissulaires. </li><li> Avec votre autre main, prenez la seringue 1ml contenant l'inoculum, équipé de l'aiguille plié gavage avec votre main droite et insérer l'aiguille dans la trachée jusqu'à ce que le coude de l'aiguille est par les incisives. Poussez le piston pour offrir équitablement l'inoculum. L'inoculum doit pas bulle. Retirez l'aiguille de la trachée dès que possible. Souris suffoquent et meurent si la trachée est bloquée depuis trop longtemps. Tenir la souris verticale pendant quelques secondes afin de permettre inoculum pour être inhalées dans les poumons. </li><li> Prenez la souris hors de la plate-forme et le placer près d'une lampe chauffante. Ne laissez pas les souris sous la chaleur directe pour des périodes de temps prolongées. La souris devrait être pleinement éveillé dans les 30 min après la procédure (temps de récupération peut varier en fonction des souches). Les souris doivent être observées avec diligence pendant ce temps et ne devraient pas être autorisés à avoir trop chaud ou trop froid, cela pourrait aussi mettre la souris dans une détresse respiratoire conduisant à la mort. </li></ol> 4. Récolte et transformation des noeuds lymphatiques drainant du poumon et des poumons pour la cytométrie en flux<ol><li> Sacrifice des souris en utilisant la méthode souhaitée selon les lignes directrices d'euthanasie AVMA. Cela peut varier selon les résultats de récolte individuelles. L'administration d'une mortelle de pentobarbital de sodium ne soit un exemple d'une procédure d'euthanasie appropriées. Nous n'avons pas vu les effets négatifs pulmonaires de l'euthanasie par le CO 2. </li><li> Epingler les bras et les jambes sur une planche à dissection. Faire une incision le long du milieu de la face ventrale avec des ciseaux. Tirez doucement sur la peau et exposer les muscles de la paroi thoracique. </li><li> Faire des incisions à travers les muscles de la paroi thoracique afin d'exposer les organes abdominaux. </li><li> Tenir la pointe du sternum à la pince et la ponction de la membrane. Couper la membrane le long des côtés de la cage thoracique. </li><li> Avec les ciseaux parallèles à la surface du panneau de dissection, couper à travers la cavité thoracique long de la ligne dorso-ventrale des deux côtés. </li><li> Soulevez légèrement la cage thoracique en place. Sur le côté droit du cœur, juste en dessous du thymus, la recherche de deux ganglions lymphatiques. Un ganglion lymphatique légèrement plus grand tiers sont situées au-dessous d'un vaisseau sanguin artériel petite perpendiculaire à la trachée. Récolte des ganglions lymphatiques dans 1 ml de mélange de la digestion des ganglions lymphatiques. </li><li> Après la récolte des ganglions lymphatiques, maintenez le cœur avec une paire de pinces et de saisir les poumons avec un autre. Poumons récolte dans 3ml de PBS glacé dans une plaque à 6 puits. </li><li> Séparer les lobes des poumons, aspirer PBS et hachez les lobes en petits morceaux à l'aide de pinces et ciseaux. Ajouter 3 ml du mélange de digestion pour les poumons. Conservez la plaque de 6 puits sur la glace pendant cette étape. </li><li> Incuber les ganglions lymphatiques pendant 25-30 minutes et les poumons pendant 30 min à 37 ° C. Ajouter EDTA à une concentration finale de 10 mM de chacun des mélanges de digestion pour arrêter la réaction et la placer sur la glace. </li><li> En utilisant une seringue de 3 ml, passer des morceaux de poumons à travers une aiguille de 18GA 3 fois. Écraser les morceaux de poumons et les ganglions travers les tamis cellulaire de 70 100 microns en utilisant l'extrémité arrière d'un piston de la seringue 1ml. Lavez les crépines cellule avec 10ml de HBSS sans Ca 2 + et Mg 2 +. Centrifuger à 500 xg pendant 5 min. </li><li> Reprendre le culot dans 5 ml de tampon de lyse RBC et incuber pendant 3 min à température ambiante. Ajouter 10 ml de HBSS sans Ca 2 + et Mg 2 + pour étancher la lyse. Centrifuger à 500 xg pendant 5 min. Amener les poumons et les suspensions LDLN seule cellule à 10ml et 5ml respectivement. Nombre des cellules vivantes en utilisant un hématimètre par exclusion du bleu trypan. Les cellules sont maintenant prêts à tacher la cytométrie en flux. 1 lobe du poumon pourrait être suffisant pour la cytométrie de flux. Autres lobes peut être utilisé pour d'autres questions expérimentales au sein de la même souris comme les broyats de cytokines ou de tissus pour l'histologie. </li></ol> 5. Les résultats représentatifs: PMA et les macrophages alvéolaires dans les poumons d'acquérir de l'antigène espaces alvéolaires des poumons qui la suit immédiatement l'injection. La figure 3 montre le pourcentage de CD11c + (exprimé sur les PMA et les macrophages alvéolaires), les cellules qui sont positifs pour marqué par fluorescence des spores de Bacillus anthracis, 30 min après l'injection. A cette époque, ~ 15,9% de CD45 + CD11c + cellules dans la suspension cellulaire seul poumon abrité les spores de Bacillus anthracis (figure 3, panneaux inférieurs). Pour une caractérisation plus poussée de cellules CD11c + dans les poumons, se référer à Kim et Braciale 4. Perles marqués par fluorescence sont couramment utilisés pour évaluer le trafic des antigènes particulaires au LDLNs 9. Pour évaluer ce type de transport à partir de poumons d'LDLNs, des billes de latex fluorescentes ont été l'injection de LPS et de LDLNs ont été analysés à 24 hpi. Environ 4% des cellules CD11c Salut dans le LDLNs hébergé perles fluorescentes au 24hpi (figure 4). Ces expériences montrent que représentant de ce protocole peut être utilisé efficacement pour suivre les cellules qui acquièrent des antigènes particulaires inhalées dans les poumons et les a ensuite le trafic vers le LDLNs. <img src="/files/ftp_upload/2702/2702fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Plateforme en bois pour retenir souris pendant qu'elle injection. Un bloc de bois a été coupé à un angle et des barres de métal ont été équipés, vue de face Figure 1a) et la figure 1b vue de côté). Un petit morceau de fil a été enroulé autour de la barre de métal pour ancrer les incisives de la souris. Un morceau de ruban a été attachée à la plate-forme à nouer autour de la souris pour le maintenir en place pendant la procédure. <img src="/files/ftp_upload/2702/2702fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Gavage aiguilles d'injection pour elle. Une aiguille de gavage (à droite) a été pliés à un angle de ~ 135 ° (à gauche) pour qu'il l'injection. <img src="/files/ftp_upload/2702/2702fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. Pourcentage de toutes les cellules CD11c + dans les poumons qui abritent l'GFP injectées exprimer Bacillus anthracis (Sterne-p6GFP), défi après 5h. AJ souris ont été défi avec 1x10 8 spores de Bacillus anthracis GFP et les poumons ont été analysés à 5h après l'infection. Les parcelles de points montrent le pourcentage de CD11c + cellules pulmonaires qui sont positifs pour le Bacillus anthracis. <img src="/files/ftp_upload/2702/2702fig4.jpg" alt="Figure 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 4"> Figure 4. Détection des billes fluorescentes (jaune / vert) dans les poumons des ganglions lymphatiques drainant les 24 heures suivant i. Injection de t. AJ souris ont reçu soit du PBS (panneau de gauche) ou 5x10 9 Fluoresbrite YG microsphères (0.5μm) avec 10 pg de LPS (panneau de droite) elle et LDLNs ont été analysés 24hpi. Représentant parcelles points montrent le pourcentage de cellules Salut CD11c dans l'LDLNs que les perles fluorescentes comploté contre le port d'un canal vide.

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</ol>

Nous avons utilisé ce protocole pour étudier le trafic de spores de Bacillus anthracis à partir des poumons vers le LDLNs. Pour des applications similaires, le nombre de particules délivré aux poumons doivent être soigneusement choisis de sorte que le matériau injecté peut être détecté dans le LDLNs par cytométrie en flux. Nous avons également utilisé avec succès cette méthode pour le transfert adoptif de cellules et d&#39;étiquetage des populations spécifiques de cellules pulmonaires en utilisant des anticorps...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nom du réactif </th><th> Société </th><th> Numéro de catalogue </th><th> Commentaires (optionnel) </th></tr><tr><td> Stariner cellulaire 70μm </td><td> BD </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Bleu d&#39;aniline </td><td> Fisher </td><td> A967-25 </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;aiguille d&#39;alimentation animale </td><td> Popper et Fils Inc </td><td> 7920 </td><td></td></tr><tr><td> Collagénase </td><td> Sigma </td><td> C2139 </td><td></td></tr><tr><td> Collagénase TypeIV </td><td> Worthington </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Collagénase D </td><td> Roche </td><td> 11088974103 </td><td></td></tr><tr><td> DPBS </td><td> Invitrogen </td><td> 14190 </td><td></td></tr><tr><td> Fluoresbrite YG microsphères (0.5μm) </td><td> Polysciences, Inc </td><td> 17152 </td><td></td></tr><tr><td> HBSS sans chlorure de calcium et chlorure de magnésium </td><td> Invitrogen </td><td> 14170 </td><td></td></tr><tr><td> La kétamine HCl (100mg/ml) </td><td> Hospira Inc </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Lame de laryngoscope </td><td> PennCentury, Inc </td><td> Pour le modèle LS-1 </td><td> Reportez-vous à <a href="http://www.penncentury.com">www.penncentury.com</a> </td></tr><tr><td> Léger laryngoscope à fibre optique </td><td> WelchAllyn </td><td> 80814 </td><td></td></tr><tr><td> Rouge perles fluorescentes (0.5μm) </td><td> Invitrogen </td><td> F8812 </td><td> Pour une injection ip </td></tr><tr><td> Xylazine (100mg/ml) </td><td> Laboratoires Lloyd </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

non-chirurgicale instillation intratrachéale de souris avec analyse des poumons et les ganglions lymphatiques drainant poumon par cytométrie en flux

Non-surgical Intratracheal Instillation of Mice with Analysis of Lungs and Lung Draining Lymph Nodes by Flow Cytometry

Les cellules phagocytaires telles que les macrophages alvéolaires et les cellules dendritiques pulmonaires (PMA) en continu de l&#39;échantillon les antigènes des espaces alvéolaires dans les poumons. PMA, en particulier, sont connus pour migrer vers les ganglions lymphatiques drainant pulmonaires (LDLNs) où ils présentent les antigènes aux cellules T inhalé initier une réponse immunitaire appropriée à une variété d&#39;immunogènes 1,2. Pour le modèle des interactions entre les poumons et les antigènes en suspension dans les souris, les antigènes peuvent être administrés par voie intranasale 1,3,4, intratrachéale 5 ou 6 sous forme d&#39;aérosols. Livraison par chaque itinéraire implique distinctes des compétences techniques et des limitations qui doivent être considérés avant de concevoir une expérience. Par exemple, l&#39;exposition intranasale et sous forme d&#39;aérosol fournit des antigènes à la fois dans les poumons et les voies respiratoires supérieures. Ainsi antigènes peuvent accéder le tissu lymphoïde associé nasales (NALT) 7, potentiellement compliquer l&#39;interprétation des résultats. En outre, la déglutition, l&#39;éternuement et la fréquence respiratoire de la souris peut aussi conduire à des incohérences dans les doses délivrées. Bien que l&#39;implication des voies respiratoires supérieures peut être préférable pour certaines études, cela peut compliquer les expériences portant sur des événements spécifiquement initiée dans les poumons. Dans ce cadre, le intratrachéale (it) la route est préférable car elle offre le matériel de test directement dans les poumons et contourne le NALT. De nombreux protocoles d&#39;injection l&#39;impliquer intubation soit aveugles de la trachée à travers la cavité buccale ou de l&#39;exposition chirurgicale de la trachée d&#39;accéder à des poumons. Nous décrivons ici un simple, cohérente et non-chirurgical méthode pour qu&#39;il l&#39;instillation. L&#39;ouverture de la trachée est visualisée à l&#39;aide d&#39;un laryngoscope et une aiguille tordue gavage est ensuite inséré directement dans la trachée pour livrer l&#39;inoculum. Nous avons également décrire les procédures de récolte et de transformation des LDLNs et des poumons pour l&#39;analyse du trafic de l&#39;antigène par cytométrie en flux.

Nous illustrons non-chirurgical de livraison du matériel de test dans les poumons des souris anesthésiées par la trachée. Cette méthode permet l&#39;exposition des poumons à des agents pathogènes bactériens et viraux, les cytokines, des anticorps, des perles, des produits chimiques, ou des colorants. En outre, nous décrivent la récolte et la transformation des poumons et les ganglions lymphatiques drainant pulmonaires (LDLNs) pour la cytométrie de flux.

Non-chirurgicale instillation intratrachéale de souris avec analyse des poumons et les ganglions lymphatiques drainant poumon par cytométrie en flux

Les cellules phagocytaires, telles que les macrophages alvéolaires et les cellules dendritiques pulmonaires (CDP), échantillonnent en permanence les antigènes présents dans les espaces alvéolaires des poumons. Les CDP, ...

L'objectif général de cette procédure est d'administrer de manière non chirurgicale un matériau test dans les poumons de souris à l'aide d'une canule d'administration et d'analyser ensuite les poumons et les ganglions lymphatiques drainant les poumons. Cette opération s'effectue en insérant d'abord un laryngoscope éclairant et une canule d'administration courbée dans la trachée d'une souris anesthésiée. Le matériau test est ensuite instillé dans les poumons de l'animal au moyen du laryngoscope et de la canule d'administration.Ensuite, les poumons et les ganglions lymphatiques drainants sont prélevés. Enfin, les poumons et les ganglions lymphatiques sont transformés en suspensions monocellulaires. En définitive, cette méthode permet l'analyse par cytométrie en flux de l'association du matériau testé avec les cellules immunitaires pulmonaires ainsi que du trafic de ces cellules vers les ganglions lymphatiques drainants des poumons.L'avantage principal de cette technique par rapport aux méthodes existantes telles que les expositions intranasales et aérosolisées est qu'elle permet une administration ciblée du matériau testé directement dans les poumons, en contournant le tissu lymphoïde associé au nez. De plus, elle est simple à réaliser par comparaison avec les méthodes chirurgicales d'installation intratrachéale. La démonstration de la procédure sera effectuée par Elizabeth Enti, postdoctorante dans le laboratoire de Richie, et Manji, étudiante diplômante dans le laboratoire de Lens.Après avoir anesthésié la souris, préparez l'inoculum dans 50 microlitres de solution saline. Remplissez une seringue d'un millilitre équipée d'une aiguille de gavage stérile courbée avec l'inoculum. Chargez la seringue avec une poche d'air de 100 microlitres derrière l'inoculum afin de s'assurer que tout le liquide est administré dans le poumon.Placer la souris sur la plateforme en bois inclinée, suspendue par ses incisives à un fil, et la maintenir délicatement en place à l’aide d’un morceau de ruban. Ensuite, allumer le laryngoscope d’une main et utiliser l’autre main pour prendre une paire de forceps à extrémités émoussées. Utiliser la pointe du laryngoscope et les forceps pour ouvrir doucement la bouche à l’aide des forceps.Tirez la langue vers l'extérieur et maintenez-la sur le côté. Dirigez la lame du laryngoscope vers l'arrière de la bouche. Maintenez délicatement le laryngoscope orienté vers le bas à un angle de 90 degrés jusqu'à ce que l'ouverture de la trachée soit visible.En tenant le laryngoscope en place d'une main, prendre de l'autre main la seringue d'un millilitre équipée de l'aiguille de gavage courbée contenant l'inoculum. Introduire l'aiguille dans la trachée jusqu'à ce que la courbure de l'aiguille se situe au niveau des incisives inférieures. Appuyer uniformément sur le piston pour administrer l'inoculum sans former de bulles.Retirer l'aiguille de la trachée le plus rapidement possible. Maintenir la souris en position verticale pendant quelques secondes pour permettre l'inhalation de l'inoculum dans les poumons. Placer la souris près d'une lampe chauffante et la laisser se réveiller.Après euthanasie, fixez les pattes avant et arrière de la souris sur une planche de dissection. Effectuez une incision le long de la ligne médiane de la face ventrale à l’aide de ciseaux. Tirez doucement sur la peau et exposez le péritoine.Pratiquer des incisions sur le péritoine pour exposer les organes abdominaux. Saisir la pointe du sternum avec la pince et percer le diaphragme avec les ciseaux. Couper le diaphragme le long des côtés de la cage thoracique avec les ciseaux parallèlement à la surface de la planche de dissection.Incisez la cavité thoracique le long de la ligne dorso-ventrale des deux côtés légèrement. Soulevez la cage thoracique du côté droit du cœur. Juste en dessous du thymus, recherchez deux ganglions lymphatiques.Un troisième ganglion lymphatique légèrement plus gros se situe sous un petit vaisseau sanguin artériel qui traverse perpendiculairement la trachée. Récolter les ganglions lymphatiques dans un millilitre de solution de digestion des ganglions lymphatiques, mélanger et placer sur de la glace. Après la récolte des ganglions lymphatiques, prélever les poumons dans une plaque de culture à six puits.Garder la plaque de six puits sur de la glace, aspirer le PBS et découper les lobes en petits morceaux à l’aide de pinces et de ciseaux. Maintenir chaque ganglion lymphatique en place avec une aiguille de calibre 26 et le dissocier à l’aide d’une seconde aiguille de calibre 26. Pour s’assurer de la libération de toutes les cellules, ajouter trois millilitres du mélange de digestion pour les poumons et un millilitre pour les ganglions lymphatiques.Après avoir incubé les ganglions lymphatiques pendant 25 à 30 minutes et les poumons pendant 30 minutes à 37 degrés Celsius, ajouter l'EDTA à une concentration finale de 10 millimolaire à chacun des mélanges de digestion pour arrêter la réaction, puis placer les échantillons sur de la glace. À l’aide d’une seringue de trois millilitres, faire passer les morceaux de poumon à travers une aiguille de calibre 18. Écraser trois fois les morceaux de poumon et des ganglions lymphatiques à travers des tamis cellulaires de 70 à 100 microns.À l’aide de l’extrémité arrière du piston d’une seringue de un millilitre, rincez les filtres à cellules avec 10 millilitres de HBSS sans calcium ni magnésium. Centrifugez les échantillons cellulaires à 500 × g pendant cinq minutes à 4 °C. Resuspendez les culots dans cinq millilitres de tampon de lyse des globules rouges et incubez pendant trois minutes.À température ambiante, ajouter 10 millilitres de HBSS sans calcium ni magnésium pour arrêter la lyse, puis centrifuger les échantillons à 500 ×g pendant cinq minutes. Ramener la suspension de poumon et celle des ganglions lymphatiques drainant le poumon à 10 millilitres et 5 millilitres respectivement. Utiliser l'exclusion au bleu de trypan dans un hémocytomètre pour dénombrer les cellules.Dans ces deux figures, des souris AJ ont été infectées par 1 × 10⁸ spores de basilles rassises, et les poumons ont été analysés par cytométrie en flux 30 minutes après l'infection. Ces diagrammes de dispersion illustrent la stratégie de sélection des cellules. Ces panneaux montrent le pourcentage de cellules pulmonaires CD45 positives et CD11c positives qui sont positives pour les spores de Bacillus anthracis.Dans cette figure, des souris AJ ont été injectées par voie intratrachéale, puis les ganglions lymphatiques drainant les poumons ont été analysés. Des dot plots représentatifs montrent le pourcentage de cellules CD11c élevées dans les ganglions lymphatiques drainant les poumons contenant des billes fluorescentes, tracé par rapport à un canal vide. Le panneau de gauche montre les résultats obtenus chez des souris injectées avec du PBS, et le panneau de droite montre les résultats obtenus chez des souris injectées avec cinq fois dix puissance neuf flores, des microsphères jaune-vert vif avec 10 microgrammes de LPS.Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine, telles que quels événements sont spécifiquement initiés dans les poumons, et comment les antigènes inhalés sont acheminés des poumons vers les ganglions lymphatiques drainants.

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Immunologie et infection

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Non-chirurgicale instillation intratrachéale de souris avec analyse des poumons et les ganglions lymphatiques drainant poumon par cytométrie en flux (Vidéo) | JoVE Journal

Non-chirurgicale instillation intratrachéale de souris avec analyse des poumons et les ganglions lymphatiques drainant poumon par cytométrie en flux

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