Isolement des glandes fundiques gastriques : une méthode pour isoler les glandes fundiques du tissu de l’estomac humain

Chez l’homme, le fond d’œil est la partie supérieure de l’estomac. L’épithélium fundique est constitué de nombreuses glandes gastriques qui sécrètent du suc gastrique, ce qui facilite la digestion.

Pour isoler les glandes fundiques gastriques, commencez par prélever du tissu fundique humain dans un bécher. Ajoutez un tampon approprié dans le bécher et lavez vigoureusement le tissu fundique. Le lavage élimine les débris contaminants et le sang du tissu fundique.

Transférez le tissu propre dans une plaque de Pétri. À l’aide d’une gaze stérile, essuyez la couche muqueuse protectrice, exposant ainsi la couche épithéliale sous-jacente. À l’aide d’une pince, grattez avec force la couche épithéliale supérieure du tissu.

Transférez l’épithélium gratté dans une autre plaque de Pétri et coupez-le en petits morceaux. Ajouter les morceaux hachés dans une fiole contenant un tampon complété par des enzymes collagénases. Incuber à la température souhaitée avec une agitation constante pour éviter l’agglutination.

La collagénase digère les protéines de la matrice extracellulaire présentes dans la couche épithéliale, libérant les glandes fundiques dissociées en suspension. Filtrez la suspension dans un tube frais pour éliminer les grumeaux non dissociés.

Gardez le filtrat glandulaire intact sur la glace pour sédimenter les glandes. Jetez le surnageant contenant les débris cellulaires et remettez le sédiment glandulaire en suspension dans un nouveau tampon. Centrifugez et conservez la pastille glandulaire jusqu’à ce qu’elle soit utilisée ultérieurement.

Pour commencer, recueillez le tissu préparé dans un grand récipient en plastique rempli de DPBS sans calcium/magnésium. Laissez le récipient en plastique sur de la glace jusqu’à utilisation. Ensuite, à l’aide d’une pince, lavez vigoureusement le tissu dans un bécher stérile, contenant 100 millilitres de DPBS sans calcium/magnésium, pendant environ 30 secondes. Ensuite, utilisez une gaze stérile pour essuyer la couche de mucus de l’épithélium.

Ensuite, utilisez de grandes pinces pour maintenir fermement la couche musculaire du tissu. Ensuite, utilisez une grande pince hémostatique incurvée et grattez l’épithélium avec force. Conservez l’épithélium gratté dans une boîte de Pétri en polystyrène stérile. Pour optimiser la digestion des tissus, coupez le tissu épithélial en fragments. Ensuite, lavez le tissu avec du DPBS sans calcium/magnésium complété par des antibiotiques.

Lavez plusieurs fois pour enlever le sang. Jetez le linge dans un bécher à déchets. Ensuite, recueillez les fragments épithéliaux lavés dans une fiole en verre à fond rond de 125 millilitres avec un agitateur de 25 millilitres et un milieu d’incubation préchauffé. Après avoir recueilli les fragments de tissu, scellez le ballon à fond rond avec un septa en caoutchouc. Ensuite, insérez une aiguille vertébrale de 20G dans les septa. Connectez les septa à une bouteille d’oxygène avec un tuyau en caoutchouc.

Insérez 10 à 15 aiguilles de sortie dans le septa pour éviter sa rupture, puis utilisez des pinces pour fixer l’installation à un support annulaire. Ensuite, allumez le débit d’oxygène sur bas. Après cela, calibrez le bain-marie à 37 degrés Celsius sur une plaque d’agitation pendant 30 à 45 minutes. Une fois calibré, placez l’installation dans le bain-marie. Après 15 minutes d’incubation, vérifiez la présence de glandes dissociées.

Après le temps d’incubation souhaité, ajouter 50 millilitres de DMEM/F-12 préchauffé dans le milieu d’incubation à l’aide d’une pipette sérologique. Ensuite, filtrez le mélange de glandes obtenu à travers une gaze stérile dans quatre tubes coniques de 50 millilitres. Ensuite, incubez le filtrat sur de la glace pendant 15 minutes. Cela permettra à la glande de se déposer au fond du tube conique. À l’aide d’une pipette sérologique, j’ai déversé 40 millilitres de surnageant par le haut de la suspension de la glande.

Remettez en suspension les 10 millilitres restants du mélange de glandes dans 10 millilitres de DPBS complétés par des antibiotiques. Ensuite, répartissez tout le mélange dans des tubes à essai de culture cellulaire de 5 millilitres. Centrifugez les tubes à 65 x g pendant 5 minutes à 4 degrés Celsius. Après la centrifugation, retirez soigneusement le surnageant.