Essai de séparation de phase des protéines : une méthode optogénétique pour la séparation de phase des protéines de liaison à l’ARN mutant dans les motoneurones spinaux des larves de poisson-zèbre

0 vues4:38 min • July 8th, 2025

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les protéines de liaison à l’ARN nucléaire, les RBP, sont des protéines multifonctionnelles composées de régions ordonnées avec une structure tridimensionnelle bien définie et de régions intrinsèquement désordonnées moins stables, les IDR.

Dans plusieurs maladies neurodégénératives, les mutations spécifiques à l’IDR font que les RBP se localisent mal dans le cytoplasme et s’engagent de manière aberrante dans des interactions faibles, formant des inclusions dynamiques sans membrane - un phénomène appelé séparation de phase. Finalement, ces inclusions se transforment en agrégats toxiques et insolubles, entraînant un dysfonctionnement neuronal et une dégénérescence.

Pour étudier la séparation de phase de la RBP in vivo à l’aide de l’optogénétique, il faut commencer par une larve de poisson-zèbre transgénique anesthésiée et déchoionnée, exprimant une RBP mutée par IDR fusionnée à un rapporteur fluorescent et à un domaine photorécepteur sensible à la lumière bleue, dans un tampon approprié.

Ensuite, montez la larve latéralement sur une goutte d’agarose fondue pour l’imagerie de la moelle épinière. Laisser l’agarose se solidifier, immobilisant la larve. À l’aide d’un microscope confocal, acquérir des images de la moelle épinière pour visualiser les RBP fluorescents, localisés dans les noyaux neuronaux.

Maintenant, retirez la larve de l’agarose et transférez-la dans une plaque multipuits contenant un tampon. Positionnez la plaque sur un panneau de diodes électroluminescentes bleues optimisé et éclairez la larve.

Lors de l’exposition à la lumière bleue, les RBP mutantes se localisent mal dans le cytoplasme, où les domaines photorécepteurs s’oligomérisent et forment des grappes, rapprochant les IDR des RBP et facilitant leur auto-association en inclusions sans membrane.

Après l’illumination, incrustez la larve dans l’agarose et imagez sa moelle épinière. Les RBP fluorescentes apparaissent comme des compartiments discrets dispersés dans le cytoplasme neuronal.

Pour l’imagerie des larves de poisson-zèbre exprimant l’optogénétique TDP-43, déchorionnez les poissons doublement transgéniques et anesthésiez-les dans un tampon E3 contenant 250 microgrammes par microlitre de Tricane.

Ensuite, préchauffez de l’agarose à basse température de fusion de 1 % contenant 250 microgrammes par microlitre de méthanesulfonate d’éthyle 3-aminobenzoate à 42 degrés Celsius, puis placez une goutte d’agarose sur le plat à base en verre. Le diamètre de la goutte d’agarose en forme de dôme sur le plat en verre doit être de 8 à 10 millimètres.

Ensuite, à l’aide d’une pipette Pasteur, ajoutez le poisson anesthésié à l’agarose sur le plat de base en verre. Minimisez la quantité de tampon E3 ajoutée à l’agarose avec le poisson. Ensuite, mélangez en pipetant plusieurs fois.

Lors de la solidification de l’agarose, maintenez le poisson sur le côté à l’aide d’une aiguille de seringue, de sorte que la moelle épinière soit dans une position horizontale appropriée. Une fois que l’agarose s’est solidifiée, ajoutez quelques gouttes de tampon E3 sur le poisson monté sur l’agarose en forme de dôme.

À l’aide d’un microscope confocal équipé d’une lentille d’objectif à immersion dans l’eau 20x, acquérez en série des sections z confocales de la moelle épinière. Incluez le cloaque sur la face ventrale du poisson dans les régions d’intérêt comme référence pour identifier et comparer les segments de la colonne vertébrale à travers les points temporels.

Dès que l’imagerie est terminée, utilisez une aiguille de seringue pour casser soigneusement l’agarose et retirer le poisson de l’agarose. Gardez le temps pendant lequel le poisson est incrusté dans l’agarose aussi court que possible, bien que l’enrobage de l’agarose pendant moins de 30 minutes n’affecte pas la viabilité du poisson.

Ajoutez 7,5 millilitres de tampon E3 dans un puits d’une boîte à 6 puits et placez le poisson double transgénique imagé dans ce puits. Ensuite, placez l’antenne sur le panneau LED, en gardant l’antenne et le panneau LED à 5 millimètres de distance avec une entretoise, et allumez la lumière LED bleue.

Conservez quelques poissons doublement transgéniques dans un plat séparé à 6 puits recouvert de papier d’aluminium pour les poissons témoins non éclairés. Après le temps d’éclairage souhaité, imagez la moelle épinière du poisson éclairé comme démontré précédemment.

10:29

Évaluation morphologique et fonctionnelle des axones et de leurs Synapses pendant la mort d’Axon dans Drosophila melanogaster

Vidéos connexes

0 Vues

10:48

Génération d’unités motrices humaines avec des jonctions neuromusculaires fonctionnelles dans des dispositifs microfluidiques

Vidéos connexes

0 Vues

07:52

In vivo Contrôle optogénétique sans fil du comportement moteur qualifié

Vidéos connexes

0 Vues

11:33

Microinjection d'ARNm et oligonucléotides antisens morpholino dans embryons de poissons zèbres.

Vidéos connexes

0 Vues

07:29

Jumelés Recordings Patch Clamp du motoneurone et de muscle ciblé squelettiques chez le poisson zèbre

Vidéos connexes

0 Vues

06:55

En électroporation in vivo de morpholinos dans la rétine de poisson zèbre adulte

Vidéos connexes

0 Vues

05:10

Une approche non invasive pour étudier l’électrophysiologie des motoneurones chez les embryons de poisson-zèbre

Vidéos connexes

0 Vues

12:31

In Vivo modélisation du génome humain morbide utilisant Danio rerio

Vidéos connexes

0 Vues

05:48

Micromanipulation de l'expression génique dans le cerveau de poisson zèbre adulte en utilisant microinjection Cerebroventricular d'oligonucléotides Morpholino

Vidéos connexes

0 Vues

10:18

Biosensing Potentiel de membrane de neurones moteurs dans les embryons vivants de zébrés

Vidéos connexes

0 Vues

Dernière mise à jour : 22 août 2026