Essai de co-incubation bactérienne : une technique basée sur la microscopie à fluorescence pour visualiser la compétition bactérienne intraspécifique au niveau de la cellule unique

0 vues3:55 min • July 8th, 2025

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La compétition intraspécifique entre deux souches bactériennes provoque la libération par la souche inhibitrice de molécules effectrices toxiques qui tuent la population cible.

Pour visualiser les interactions compétitives entre deux souches bactériennes à Gram négatif, il faut commencer par une co-culture comprenant un inhibiteur et une souche cible en quantités égales.

Les deux souches sont conçues pour exprimer des protéines fluorescentes de couleurs différentes afin de les différencier visuellement pendant l’imagerie. Concentrez la culture de manière à maximiser le contact de cellule à cellule entre les souches bactériennes. Placez la culture mixte sur une lamelle placée au fond d’un plat.

Placez un tampon d’agarose solidifié sur l’endroit, permettant aux bactéries de s’immobiliser, et couvrez-le d’une autre lamelle. Incuber pour permettre la croissance bactérienne, en simulant des conditions d’encombrement bactérien.

L’enveloppe cellulaire de la souche inhibitrice contient un système sécrétoire spécialisé - le système de sécrétion de type six, ou T6SS. Il est composé d’un complexe membranaire, d’une plaque de base et d’une chambre à air entourée d’une gaine contractile.

Lors de la détection du contact, la souche inhibitrice active son T6SS, ce qui provoque la contraction de la gaine et l’expulsion du tube, conduisant finalement à la perforation de la membrane cellulaire bactérienne cible. Cela facilite l’administration des molécules effectrices dans les bactéries cibles, entraînant leur mort.

Image à l’aide d’un microscope à fluorescence pour identifier différemment les souches bactériennes fluorescentes. Une morphologie ronde des bactéries cibles et une réduction de leur nombre confirment la réussite de la destruction par les bactéries inhibitrices.

Mesurer et enregistrer la densité optique à 600 nanomètres pour tous les échantillons. Normalisez chaque échantillon à une densité optique de 1 en diluant la culture avec un milieu LBS.

Mélangez les deux souches concurrentes dans un rapport égal en ajoutant 30 microlitres de chaque souche normalisée dans un tube de 1,5 millilitre étiqueté. Vortex la culture de souches mixtes pendant 1 à 2 secondes. Mélangez les souches concurrentes pour chaque répétition biologique et chaque traitement pour générer un total de 4 tubes de souches mixtes.

Concentrer chaque culture mixte en trois fois par centrifugation, afin d’obtenir des cellules concurrentes suffisamment denses pour la destruction dépendante du contact pendant la co-incubation. Jetez le surnageant. Remettez en suspension chaque pastille et 20 microlitres de milieu LBS, et effectuez des procédures de concentration pour chaque échantillon.

Si vous effectuez une imagerie au microscope inversé, commencez par repérer deux microlitres d’une culture mixte sur le fond de lamelle #1.5 d’une boîte de Pétri de 35 millimètres et placez le tampon d’agarose sur le point de co-incubation. Placez une lamelle en verre circulaire de 12 millimètres sur le tampon d’agarose. Répétez le repérage et la mise en place d’une lamelle pour les 3 cultures mixtes restantes, ce qui donnera 4 plats à imager.

Avant de continuer, laissez les lames reposer sur la paillasse pendant environ 5 minutes pour permettre aux cellules de se déposer sur le tampon gélosée, afin d’éviter tout mouvement pendant le processus d’imagerie.

Commencez par vous concentrer sur les cellules à l’aide de la CID pour minimiser les effets de photoblanchiment. Sur la base de la taille moyenne d’une seule cellule bactérienne, utilisez un objectif à huile 100x. Ajustez le temps d’exposition et les paramètres d’acquisition pour chaque canal avec une détection d’arrière-plan minimale. Sélectionnez au moins 5 champs de vision et acquérez des images dans chaque canal approprié.

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Dernière mise à jour : 1 août 2026