Essai de surveillance de l’acidification intestinale : une technique pour étudier l’acidification de la lumière intestinale chez la drosophile à l’aide d’un colorant bleu de bromophénol

L’intestin moyen de l’insecte contient une région cellulaire de cuivre - CCR - qui est responsable de l’acidification de l’intestin. Cette région contient des cellules sécrétoires spécialisées - cellules de cuivre - qui produisent de l’acide, qui passe par le canal étroit formé par les cellules interstitielles voisines. L’acide se libère dans la lumière intestinale pour faciliter la digestion.

Pour surveiller l’acidification intestinale chez la drosophile, prenez des mouches adultes affamées pendant une durée adéquate. Placez les mouches dans une boîte de Pétri contenant une seule goutte de nourriture pour mouches complétée par du bleu de bromophénol, ou BPB - un colorant indicateur de détection du pH. Laissez les mouches affamées se nourrir pendant une période déterminée.

Après l’ingestion de nourriture, l’acide produit par les cellules de cuivre atteint la lumière intestinale et se mélange aux aliments contenant du BPB. À un pH acide, les molécules de BPB sont protonées, ce qui change de couleur du bleu au jaune, ce qui indique une acidification.

À la fin de la durée de l’expérience, placez la plaque de Petri sur de la glace. Une basse température arrête l’activité neuromusculaire chez les mouches et les anesthésie. Placez une mouche individuelle sous un stéréomicroscope et isolez chirurgicalement le tube digestif intact

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Examinez la couleur CCR pour déterminer l’état de l’acidification intestinale. Une coloration jaune indique l’acidification, tandis qu’une coloration bleue indique l’absence d’acidification.

Inspectez le tube digestif de toutes les mouches et calculez le pourcentage d’individus présentant une acidification intestinale.

Commencez à organiser le test de surveillance de l’acidification intestinale avec la préparation de la nourriture pour mouches avec du bleu de bromophénol sensible au pH ou un colorant BPB. Pour ce faire, faites fondre la nourriture pour mouches au micro-ondes et laissez-la refroidir jusqu’à ce qu’elle soit tiède. Ajoutez 1 millilitre de BPB à 4 % à 1 millilitre d’aliments tièdes avec un bien mélange. À l’aide d’une pipette, ajoutez la nourriture contre les mouches contenant du BPB en un seul point d’environ 200 microlitres au centre d’une boîte de Pétri.

Ensuite, collectez des mouches Drosophila melanogaster femelles non vierges âgées de 0 à 2 jours et laissez-les se rétablir avec de la semoule de maïs standard. Avant l’expérience, affamez les mouches pendant 24 heures à température ambiante dans un flacon contenant un chiffon de laboratoire imbibé d’environ 2 millilitres d’eau désionisée.

Transférez les mouches affamées dans une boîte de Pétri contenant des points uniques de la nourriture pour mouches fraîchement préparée complétée par 2 % de BPB pour permettre aux mouches de se nourrir pendant quatre heures à température ambiante, tout en étant exposées à la lumière.

Après quatre heures, ramassez les mouches. Ensuite, procédez à l’isolement chirurgical des intestins des mouches anesthésiées dans 1x PBS avec des pinces sous un stéréomicroscope. Comptez le nombre de mouches qui présentent une coloration robuste du BPB dans les intestins et calculez le pourcentage à l’aide de l’équation.