JoVE Encyclopedia of Experiments
Techniques biologiques
0 vues • 5:16 min • July 8th, 2025
Pour détecter les interactions antigène-anticorps à l’aide de la photométrie de masse, il faut d’abord incuber la concentration souhaitée d’antigènes et d’anticorps purifiés pendant la période de temps requise, facilitant ainsi la liaison antigène-anticorps. D’après la stœchiométrie de liaison à l’antigène, les régions paratopiques de ces anticorps peuvent avoir un nombre variable d’antigènes attachés.
Écoulez dans la solution contenant les anticorps libres ainsi que les complexes antigène-anticorps à travers une chambre d’écoulement pré-assemblée. Fixez la chambre sur la platine du microscope d’un photomètre de masse. Ensuite, dirigez le faisceau laser à travers la chambre d’écoulement pour une imagerie optimale.
En fonction du nombre d’antigènes attachés à chaque anticorps, la masse moléculaire des complexes change. Ces variations de masse font que les complexes diffusent la lumière différemment.
Les complexes de masse moléculaire plus élevée, où deux antigènes sont liés aux deux paratopes d’un seul anticorps, diffusent plus de lumière que les complexes contenant un seul antigène. De plus, les anticorps libres sont ceux qui diffusent le moins de lumière.
Un détecteur recueille la lumière diffusée et mesure sa fréquence et son intensité. Le photomètre enregistre les fluctuations de la lumière diffusée sous forme de motif d’interférence, représenté par des taches.
Les taches faibles correspondent à des anticorps libres. En revanche, les taches très foncées représentent des complexes avec deux antigènes, et la tache moins foncée contient un antigène lié.
La présence de taches brunes est conforme aux interactions antigène-anticorps.
Pour évaluer l’affinité anticorps-antigène par photométrie de masse, appliquez une goutte d’huile d’immersion de microscope sur l’objectif de l’instrument et placez la chambre d’écoulement sur la platine du microscope. Ajoutez 10 microlitres de PBS filtré à une extrémité du canal de la chambre d’écoulement. Le tampon entrera dans le canal par capillarité.
Dans l’onglet Contrôle de la mise au point du logiciel de collecte de données, utilisez les boutons de mouvement grossier de la platine vers le haut et vers le bas pour effectuer les premiers réglages, puis cliquez sur Netteté pour afficher la lecture du signal de netteté. Utilisez les boutons de réglage précis vers le haut et vers le bas pour maximiser la valeur de netteté, puis cliquez sur Définir la mise au point et Verrouiller la mise au point pour activer la fonction de suivi de la mise au point. Une image d’une diapositive propre doit avoir une valeur de « signal » égale ou inférieure à 0,05 %.
Chargez 20 microlitres du premier échantillon d’anticorps-antigène comme démontré, en épongeant le liquide de l’autre extrémité avec un petit morceau de papier buvard. Immédiatement après le chargement, cliquez sur Enregistrer pour obtenir le nombre approprié de trames équivalent à 100 secondes de données. À la fin de la période de collecte des données, entrez un nom de fichier pour les données et cliquez sur OK puis sur Echantillon pour enregistrer le fichier.
Pour analyser les données de photométrie de masse, ouvrez le fichier qui vous intéresse et cliquez sur Analyser. Cliquez sur Charger pour charger la fonction d’étalonnage, puis sur Fichier et enregistrer les résultats sous pour enregistrer les données analysées.
Pour obtenir les concentrations relatives de chaque espèce dans l’échantillon, ouvrez le fichier « eventsFitted.csv », copiez les données de la colonne M dans le logiciel de traçage et d’analyse approprié, et utilisez la fonction Parleur/Statistiques/Histogramme pour tracer la distribution de la masse moléculaire. Double-cliquez sur l’histogramme pour ouvrir la fenêtre Propriétés du tracé, désactivez le compartimentage automatique et sélectionnez une taille de bac de 2,5 kiloDaltons.
Pour créer les données de centrage et de comptage des emplacements, cliquez sur Appliquer et partir. Pour ajuster l’histogramme avec des fonctions gaussiennes, sélectionnez les colonnes Centres de bac et Comptages, puis cliquez sur les fonctions de menu Analyse/Pics et Ligne de base/Ajustement de plusieurs pics. Double-cliquez pour indiquer les positions de crête approximatives sur le graphique de distribution, puis cliquez sur Ouvrir NLFit.
Cochez les cases Fixe pour les centres « xc » et définissez leurs valeurs sur les masses moléculaires attendues de l’anticorps libre et des complexes antigène-anticorps simple et double. Cochez l’option Partager pour les paramètres de largeur et cliquez sur Ajuster.
Les valeurs de hauteur de pic ajustées des composantes gaussiennes représentent la concentration relative de chaque espèce dans l’échantillon. Ensuite, utilisez l’équation pour calculer la fraction de concentration de chaque espèce à partir des valeurs de hauteur maximale.
Cet article décrit une méthode permettant de détecter les interactions antigène-anticorps à l'aide de la photométrie de masse. La technique permet d'évaluer l'affinité entre l'anticorps et l'antigène par des mesures de diffusion de la lumière des complexes.
La photométrie de masse permet une analyse sans marquage, au niveau de la molécule unique, des interactions antigène-anticorps, offrant une mesure directe de la stœchiométrie de liaison et de la formation de complexes. Cette capacité soutient la validation précoce des cibles en fournissant des données quantitatives d'affinité sans artefacts liés à l'immobilisation ou au marquage. La méthode accélère l'identification des candidats prometteurs en offrant des informations en temps réel sur l'hétérogénéité des interactions et la stabilité des complexes.
La photométrie de masse s'inscrit dans le continuum de découverte allant de la validation initiale de la cible jusqu'à l'optimisation du composé candidat, en offrant une confirmation orthogonale des données de liaison obtenues par SPR ou ELISA.
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Dernière mise à jour : 29 août 2026