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Faites macérer la rate et les ganglions lymphatiques de souris sur une crépine cellulaire. Rincez la passoire avec un tampon approprié pour recueillir les splénocytes et les lymphocytes.
Incuber les cellules avec un cocktail d’anticorps biotinylés et des microbilles magnétiques anti-biotine qui se lient aux cellules non CD8+.
Faites passer la suspension cellulaire à travers une colonne magnétique. En raison de la force magnétique, les cellules non CD8+ liées aux billes se lient à la paroi de la colonne tandis que les cellules T CD8+ éluent.
Incuber les cellules éluées avec des cellules présentatrices d’antigènes artificielles, aAPC. Il s’agit de nanoparticules magnétiques fonctionnalisées avec une protéine de fusion d’immunoglobulines du complexe majeur d’histocompatibilité chargé d’antigènes, des IG-CMH et un anticorps anti-CD28.
Les Ig-CMH chargées d’antigène se lient à des récepteurs distincts sur les lymphocytes T CD8+ spécifiques de l’antigène. Les anticorps anti-CD28 interagissent avec les récepteurs CD28 des lymphocytes T, initiant l’activation des lymphocytes T.
Placez le tube contenant les nanoparticules magnétiques et le mélange cellulaire sur un support magnétique. Les lymphocytes T CD8+ liés à l’aAPC sont attirés par le champ magnétique, tandis que les lymphocytes T CD8+ non spécifiques restent en suspension. Retirez le surnageant.
Retirez le tube du support magnétique. Remettez en suspension les cellules liées à l’aAPC dans des milieux contenant du facteur de croissance des lymphocytes T. Épépinez-les dans une assiette multi-puits.
Les facteurs de croissance induisent l’expansion des lymphocytes T CD8+ spécifiques de l’antigène.
Pour isoler les lymphocytes T CD8 positifs spécifiques de l’antigène, faites macérer la rate et les ganglions lymphatiques de souris C57Black/6j de type sauvage à l’aide d’une passoire stérile de 70 micromètres avec des rinçages fréquents du PBS, et utilisez un kit d’isolement des lymphocytes T CD8 positifs sans contact, conformément aux instructions du fabricant, pour éliminer les lymphocytes T non CD8 positifs.
Après le comptage, prélever les lymphocytes T CD8 positifs isolés par centrifugation et remettre en suspension la pastille dans 100 microlitres de PBS, complété par 0,5 % d’albumine sérique bovine et 2 millimolaires d’EDTA.
Ensuite, incubez les cellules avec les cellules présentatrices d’antigène artificiel de nanoparticules de sorte qu’il y ait 1 x 1011 CMH-Ig chargées de peptides, pour 1 x 106 cellules T CD8 positives isolées dans un tube stérile en polystyrène de 5 millilitres à fond rond pendant 1 heure à 4 degrés Celsius avec mélange continu.
À la fin de l’incubation, laver la suspension de cellules nanoparticulaires trois fois sur le support magnétique comme démontré, en remettant en suspension les cellules artificielles présentatrices d’antigène et les cellules T CD8 positives enrichies dans 500 microlitres de milieu frais complété avec un facteur de croissance des cellules T de 1 %, après le dernier lavage.
Pour une récupération cellulaire maximale, il est essentiel de laisser les particules dans les cellules sur la colonne magnétique pendant au moins 2 minutes et d’aspirer le tampon avec précaution sans perturber les particules et les cellules soumises au champ magnétique.
Après comptage, ensemencez 2,5 x 105 lymphocytes T CD8 positifs enrichis et un mélange de particules magnétiques par 160 microlitres de milieu supplémenté plus 1 % de TCGF dans une plaque à fond en U de 96 puits. Le troisième jour, nourrissez les cellules avec 80 microlitres de milieu supplémenté avec un facteur de croissance des lymphocytes T de 2 % par puits, et retournez la plaque dans l’incubateur de culture cellulaire pendant quatre jours supplémentaires.
Le septième jour, récoltez les cellules stimulées dans un tube à fond rond de 5 millilitres pour le comptage, et collectez les cellules par centrifugation. Remettre la pastille en suspension dans 0,5 millilitre de PBS complété par de l’azoture de sodium à 0,05 % et du sérum de veau fœtal à 2 % pour le comptage, et aliquote 5 x 104 à 5 x 105 cellules dans de nouveaux tubes à fond rond de 5 millilitres pour une coloration spécifique de l’antigène.
Étiquetez les tubes appropriés avec des immunoglobulines biotinylées et des CD8a anti-souris pendant 1 heure à 4 degrés Celsius, suivies d’un lavage par centrifugation dans du PBS frais, afin d’éliminer tout excès d’immunoglobuline biotinylée. Ensuite, colorez les échantillons avec un anticorps secondaire conjugué à la streptavidine approprié et une coloration appropriée de cellules mortes vivantes/mortes fixables pendant 15 minutes à 4 degrés Celsius, et lisez les cellules sur un cytomètre en flux pour déterminer la spécificité et le nombre de cellules T CD8 positives spécifiques de l’antigène, conformément aux protocoles standard.