Technique d’isolement des mastocytes primaires d’une cavité péritonéale murine

0 vues4:17 min • July 8th, 2025

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Les mastocytes – des globules blancs contenant des granules cytoplasmiques remplis de médiateurs inflammatoires – jouent un rôle majeur dans les réponses immunitaires innées et adaptatives.

Pour isoler les mastocytes de type tissu conjonctif de la cavité péritonéale – un espace rempli de liquide abritant des organes abdominaux – prenez une souris euthanasiée fixée en position couchée. Faites une incision longitudinale jusqu’au sternum, en exposant la paroi abdominale.

La cavité péritonéale se trouve sous la paroi abdominale, contenant un liquide qui abrite plusieurs cellules immunitaires, notamment des macrophages, des lymphocytes, des leucocytes polymorphonucléaires et des mastocytes.

Pour isoler les cellules par lavage péritonéal – en aspirant le contenu intrapéritonéal – injectez un milieu de croissance glacé dans la cavité péritonéale sans perforer les organes, évitant ainsi les fuites sanguines. Le milieu froid aide à maintenir la viabilité cellulaire.

Secouez soigneusement la souris pendant une durée adéquate, en mélangeant les cellules immunitaires avec le milieu. Insérez une seringue vide dans la cavité. Aspirez lentement le milieu - en récupérant la majeure partie du liquide injecté pour un meilleur rendement cellulaire.

Transférez la suspension cellulaire dans un tube de collecte. Centrifugeuse pour précipiter les cellules sous forme de pastille. Jetez le surnageant. Remettez le granulé en suspension dans un milieu approprié.

Plaquez les cellules et incubez-les dans des conditions physiologiques, permettant aux cellules d’adhérer au récipient de culture. Ajoutez des cytokines spécifiques qui se lient à leurs récepteurs sur les mastocytes, induisant la prolifération cellulaire.

Les cellules proliférées sont prêtes pour les tests en aval.

Pour commencer cette procédure, vaporisez la souris euthanasiée avec de l’éthanol à 70 % et fixez-la sur un bloc de mousse avec son côté dorsal vers le bas à l’aide d’épingles. À l’aide de ciseaux à bord émoussé, retirez la peau de l’abdomen de la souris et évitez d’endommager la cavité péritonéale.

Ensuite, injectez 7 millilitres de milieu RPMI glacé dans la cavité péritonéale en insérant soigneusement une aiguille de calibre 27 dans le péritoine. Ne perforez aucun organe et utilisez un endroit dans la région de la graisse épididymaire pour réduire le risque de perforation d’un organe.

Après l’injection, secouez la souris pendant 1 minute pour détacher les cellules péritonéales dans le milieu RPMI. Ne secouez pas trop fort la souris pour éviter d’endommager les organes internes et de contaminer la cavité péritonéale avec du sang. Ensuite, réutilisez la seringue en l’équipant d’une nouvelle canule de calibre 20.

Déplacez les organes internes d’un côté en inclinant le bloc de mousse et en le tapotant doucement sur le banc pour faciliter l’aspiration moyenne de l’autre côté. Par la suite, insérez une aiguille de calibre 20, biseautez vers le haut, pour aspirer le liquide de l’abdomen doucement et lentement afin d’éviter l’obstruction par les organes internes.

Recueillez autant de liquide que possible. Ensuite, retirez l’aiguille de la seringue et transférez la suspension cellulaire recueillie dans un tube de collecte sur de la glace. Jetez un tube d’échantillon s’il y a une contamination sanguine visible.

Centrifuger le tube avec une suspension à cellules propres à 300 x g pendant 5 minutes. Sous une hotte stérile, aspirez le surnageant. Remettez les granulés d’échantillon en suspension dans un milieu PMC froid et transférez la suspension cellulaire dans un flacon de culture cellulaire de 25 centimètres carrés.

Par la suite, ajoutez les facteurs de croissance IL3 et SCF aux concentrations finales de 10 nanogrammes par millilitre et 30 nanogrammes par millilitre respectivement. Incuber les cellules pendant environ 48 heures à 37 degrés Celsius, jusqu’à la prochaine procédure.

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Dernière mise à jour : 22 août 2026