Coloration à l’hématoxyline et à l’éosine pour évaluer les lésions du côlon dans la colite induite par le DSS

Le sulfate de dextran sodique, ou DSS, induit une colite - une maladie inflammatoire de l’intestin - où la perturbation de la barrière épithéliale intestinale entraîne une inflammation.

Pour évaluer les lésions tissulaires, prenez du tissu du côlon fixe isolé à partir d’un modèle murin de colite induite par le DSS. Plongez le tissu dans un milieu d’enrobage pour faciliter la sectionnement et congelez-le rapidement.

À l’aide d’un cryo-microtome, prélevez une fine section de tissu et prélevez-la sur une lame de verre.

Trempez la lame dans une solution contenant un colorant d’hématoxyline oxydé lié à un mordant - un cation métallique - conférant une charge positive au colorant. Le complexe colorant-mordant se lie à l’ADN chargé négativement, colorant le noyau en violet rougeâtre.

Immergez le tissu dans une solution acido-alcoolique différenciante, en éliminant le colorant non spécifiquement lié du cytoplasme et de la matrice extracellulaire. Rincez le tissu avec un agent bleuissant - un milieu alcalin - conférant une couleur bleue aux noyaux, améliorant ainsi le contraste.

Immergez la lame dans des concentrations croissantes d’alcool pour déshydrater les tissus, améliorant ainsi la pénétration de la contre-tache.

Trempez le tissu dans la contre-coloration - solution acide d’éosine - conférant une couleur rose aux protéines cytoplasmiques de base et à la matrice extracellulaire. Lavez la lame avec de l’alcool pour éliminer l’excès d’éosine. Trempez le tissu dans du xylène pour le rendre transparent - pour un meilleur examen microscopique.

Au microscope, la coupe du côlon montre des lésions tissulaires aggravées, indiquant une colite induite par le DSS.

Pour la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine du tissu isolé du côlon, le lendemain matin, immergez les morceaux de tissu dans du saccharose à 30 % dans du PBS pendant la nuit dans des tubes individuels de 15 millilitres pour la cryoprotection des échantillons. Le lendemain, encastrez les tissus à la température de coupe optimale ou dans le composé OCT et refroidissez les tissus à moins 20 degrés Celsius jusqu’à ce que l’OCT durcisse.

Placez les blocs OCT dans un cryostat et réglez le cadran d’épaisseur sur 12 micromètres, puis coupez et collectez des sections congelées de 12 micromètres d’épaisseur sur des lames de microscope en verre. Lorsque tous les tissus ont été sectionnés, réchauffez les lames à 65 degrés Celsius sur une plaque chauffante pendant 20 minutes et lavez brièvement les sections chauffées à l’eau distillée avant de les colorer avec une solution de coloration à l’hématoxyline pendant 5 minutes.

Retirez l’excès de solution d’hématoxyline dans l’eau courante du robinet pendant 5 minutes et différenciez les sections avec de l’acide chlorhydrique à 0,5 % dans de l’éthanol pendant 30 secondes, suivies d’un rinçage de 1 minute à l’eau courante du robinet. Ensuite, lavez les échantillons pendant 1 minute dans du PBS, suivi d’un autre lavage de 5 minutes sous l’eau courante du robinet.

À la fin du lavage, immerger les tissus dans une série ascendante d’éthanol pendant 10 secondes par immersion, suivie d’une contre-coloration à l’éosine pendant 2 minutes. Pour la déshydratation des échantillons, immerger les lames dans de l’éthanol à 95 % et 2 changements d’éthanol à 100 % pendant 5 minutes par immersion, suivis d’un nettoyage avec deux changements de 5 minutes dans du xylène. Ensuite, notez les lésions tissulaires des côlons proximal, moyen et distal de chaque groupe expérimental.