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Pendant l’infection, les macrophages alvéolaires libèrent des pièges extracellulaires de macrophages ou MET pour éliminer les agents pathogènes.
Les MET sont constitués de fibres de chromatine complexées avec des peptidylarginine désiminases, des PAD, des métalloprotéinases matricielles et des histones citrullinées.
Pour visualiser les MET dans les macrophages à partir du liquide de lavage broncho-alvéolaire, centrifugez d’abord le fluide.
Plaquez les cellules remises en suspension sur des lamelles à l’intérieur de puits à plaques à plusieurs puits.
Les macrophages se fixent aux lamelles, tandis que les autres cellules restent en suspension et sont jetées.
Fixer les macrophages en préservant la structure cellulaire. Perméabiliser pour accéder aux cibles cellulaires.
Ajoutez des protéines bloquantes, empêchant la liaison d’anticorps non spécifiques.
Complétez avec un cocktail d’anticorps primaires qui se lie pour cibler les histones citrullinées, les PAD et les métalloprotéinases matricielles, respectivement.
Ajoutez différents anticorps secondaires marqués au fluorophore qui se lient aux anticorps primaires liés à la protéine MET cible.
Montez les cellules avec un support de montage contenant du DAPI. Le DAPI, un colorant fluorescent, colore les fibres de chromatine.
À l’aide d’un microscope confocal, visualisez les MET caractérisés par des fibres de chromatine extracellulaires fluorescentes avec des histones citrullinées, des PAD et des métalloprotéinases.
Après avoir obtenu des macrophages pulmonaires d’humains et de souris par lavage broncho-alvéolaire, ou BAL, selon le protocole textuel, utilisez du bleu de trypan et un hémocytomètre pour effectuer une numération cellulaire viable sur la solution BAL. Pipeter 1 à 4 x 105 macrophages dans 500 microlitres de milieu de culture sur des lamelles dans les puits des plaques de 24 puits. Ensuite, incubez les cellules à 37 degrés Celsius pendant la nuit pour qu’elles adhèrent.
Retirez le milieu de culture et utilisez du PBS pour laver les cellules une fois. Ensuite, ajoutez 2 % de paraformaldéhyde/periodate/lysine ou fixateur PLP, et incubez les échantillons pendant 10 minutes. Après avoir utilisé le PBS pour laver brièvement les cellules, ajoutez 0,2 % de Tween-20 dans le PBS et incubez les cellules pendant 20 minutes.
Ensuite, pour bloquer les cellules, ajoutez 10 % de sérum de poulet dans 5 % de BSA dilué dans du PBS, et incubez les échantillons à température ambiante pendant 30 minutes. Ensuite, remplacez la solution en bloc par une concentration de 1 à 100 d’anticorps primaires et d’anticorps de contrôle isotopique, et incubez les cellules à température ambiante pendant une heure. Après l’incubation, utilisez du PBS pour laver les cellules avant d’ajouter les anticorps secondaires correspondants. Ensuite, incubez les échantillons pendant 40 minutes à température ambiante.
Après avoir lavé les cellules dans du PBS, montez les échantillons avec un support de montage basé sur DAPI. Ensuite, visualisez les échantillons à l’aide d’un microscope confocal.