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Commencez par une lame contenant des coupes de biopsie de l’artère temporale fixées au formol, déparaffinisées et réhydratées avec des cellules immunitaires infiltrées, y compris des lymphocytes et des macrophages.
Les macrophages activés expriment le récepteur bêta du folate ou FR-β - un marqueur lié à la maladie, différenciant les macrophages des autres cellules immunitaires.
Transférez la lame dans un tampon préchauffé pour récupérer les récepteurs de surface.
Traitez la section avec du peroxyde d’hydrogène, bloquant l’activité de la peroxydase intracellulaire.
Introduire un mélange d’anticorps primaires ciblant CD3, CD68 et FR-β, qui se lient aux cellules immunitaires exprimant ces protéines.
Ajoutez des anticorps secondaires biotinylés, interagissant avec les anticorps primaires, et lavez.
Superposez avec des enzymes conjuguées à la streptavidine qui se lient à la biotine.
Traiter avec un substrat chromogène qui interagit avec les enzymes, produisant des précipités bruns localisés.
Introduisez une contre-coloration - l’hématoxyline, colorant les noyaux en bleu.
Identifier au microscope de petites cellules rondes et colorées en brun comme des lymphocytes exprimant CD3 et de grandes cellules irrégulières colorées en brun comme des macrophages exprimant CD68 et FR-β.
Quantifiez les macrophages de la section pour trouver leur rapport entre le total des cellules immunitaires infiltrées.
Pour la récupération de l’antigène, transférez le support dans un récipient en verre avec 200 microlitres de 95 degrés Celsius, 10 millimolaires par litre, tampon de citrate pendant 30 minutes. À la fin de l’incubation, laissez les lames refroidir à température ambiante pendant 20 minutes avant de les rincer à l’eau courante pendant cinq minutes.
Pour éliminer l’activité endogène de la peroxydase, utilisez d’abord un marqueur hydrophobe pour tracer un cercle autour de chaque échantillon de tissu, avant d’incuber les échantillons dans 200 microlitres de peroxyde d’hydrogène à 3 % pendant 10 minutes, suivi de trois lavages dans 200 microlitres de solution saline tamponnée au Tris ou TBSS par lavage. Après le dernier lavage, tamponnez doucement chaque lame pour éliminer tout excès de tampon, et ajoutez 200 microlitres du cocktail d’anticorps primaire d’intérêt et une lamelle à chaque lame pour une incubation d’une heure dans une chambre humide à température ambiante.
À la fin de l’incubation, jetez les lamelles et rincez les lames en trois lavages de deux minutes dans du TBSS frais. Après avoir retiré l’excédent de tampon, ajoutez 200 microlitres d’une solution d’anticorps secondaires biotinylés appropriée et une lamelle à chaque lame pour une incubation de 45 minutes dans la chambre humide à température ambiante. Après avoir jeté les lamelles, rincez les lames avec du TBSS, comme indiqué. Retirez tout excès de tampon.
Activez les sections avec 200 microlitres de tampon de substrat DAB pendant 10 minutes à température ambiante. À la fin de l’incubation, lavez les lames avec du TBSS et de l’eau courante du robinet pendant 10 minutes, avant de contre-colorer avec de l’hématoxyline pendant trois minutes. Ensuite, ajoutez 70 microlitres d’un support de montage approprié à chaque diapositive et basculez lentement une lamelle en verre sur le support de montage pour éviter de créer des bulles lorsque la lamelle est abaissée en place.
Pour l’analyse histopathologique, placez la lame sur la platine d’un microscope optique et évaluez l’architecture vasculaire de la première section de tissu. Ensuite, quantifiez le nombre de macrophages par rapport au nombre de lymphocytes par section.