Quantification par cytométrie en flux de cellules cancéreuses sénescentes induites par la thérapie

0 vues4:19 min • July 8th, 2025

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Prenez des cellules cancéreuses prétraitées avec un médicament de chimiothérapie qui induit la sénescence dans un pourcentage de cellules.

Ces cellules accumulent des granules de lipofuscine autofluorescents, un marqueur de sénescence connu.

Ajoutez un antibiotique qui pénètre dans les cellules et inhibe les pompes à protons lysosomales, empêchant ainsi l’acidification lysosomale.

Une augmentation du pH inactive les enzymes lysosomales.

Les

cellules sénescentes surexpriment la β-galactosidase lysosomale même à un pH presque neutre, ce qui en fait un biomarqueur de la sénescence.

Introduire un substrat de β-galactosidase. Couver.

β-galactosidase hydrolyse le substrat internalisé en un produit fluorescent, marquant les cellules sénescentes.

Centrifugez et jetez le surnageant.

Ajouter un colorant de viabilité cellulaire. Dans les cellules vivantes, les estérases actives transforment le colorant en un produit fluorescent imperméable à la membrane. Les cellules mortes dont l’intégrité membranaire est compromise ne sont pas colorées.

À l’aide de la cytométrie en flux, détecter les cellules viables présentant les marqueurs doubles lipofuscine et substrat fluorescent de la β-galactosidase, indiquant les cellules sénescentes.

Quantifier le pourcentage de cellules sénescentes pour démontrer l’efficacité du médicament.

Tout d’abord, ajustez le pH lysosomal des échantillons de cellules cultivées en ajoutant une solution d’une bafilomycine A micromolaire dans du DMEM à la pastille cellulaire à une concentration de un fois 10 à six cellules par millilitre, et pipetez pour mélanger. Incuber pendant 30 minutes à 37 degrés Celsius sur un rotateur à vitesse lente. Ensuite, pour colorer la bêta-galactosidase associée à la sénescence, ajoutez une solution mère de DDAOG à raison de 10 microgrammes par millilitre aux échantillons sans lavage.

Placer sur un rotateur pendant 60 minutes, à l’abri de la lumière directe. Comme précédemment, centrifugez les tubes. Retirez le surnageant et lavez la pastille avec un millilitre de BSA 0,5 % glacé dans du PBS. Ensuite, ajoutez 300 microlitres de solution diluée de violet de calcine 450 AM aux granulés de cellules lavées. Incuber pendant 15 minutes sur glace dans l’obscurité.

Transférez les échantillons de cellules dans des tubes compatibles avec les instruments de cytométrie en flux. Dans le logiciel d’acquisition de données, ouvrez un histogramme de canal violet et un graphique de points de canal rouge lointain par rapport à un canal vert. Lancez l’acquisition des données du cytomètre à une faible vitesse d’admission et placez les échantillons de contrôle positifs colorés au DDAOG sur l’orifice d’admission. Commencez à acquérir des exemples de données. Ajustez les tensions des canaux de manière à ce que plus de 90 % des événements soient contenus dans chaque graphique.

Lorsque tous les paramètres sont optimaux, enregistrez 10 000 événements par échantillon. Placez les échantillons de contrôle pour véhicule uniquement colorés au DDAOG sur l’orifice d’admission. Lancez l’acquisition de données et enregistrez 10 000 événements par échantillon. Recherchez une augmentation de l’autofluorescence ou du signal AF et DDAO galactoside par rapport au contrôle positif. Enregistrez les exemples de données dans . FCS et exportez les fichiers vers un poste de travail équipé d’un logiciel d’analyse par cytométrie en flux.

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Dernière mise à jour : 1 août 2026