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Commencez par injecter par voie intrapéritonéale un glycolipide synthétique dans une souris.
Les cellules présentatrices d’antigènes, ou APC, internalisent le glycolipide et le présentent via la molécule non classique du CMH CD1d.
Les APC migrent vers la rate et interagissent avec les lymphocytes T tueurs naturels invariants ou cellules iNKT, induisant l’activation et la prolifération des cellules iNKT.
Récoltez la rate. Dissociez-le mécaniquement pour générer une suspension unicellulaire.
Transférez les cellules dans un tube. Ajouter un milieu à gradient de densité et centrifuger pour séparer les lymphocytes.
Prélever les lymphocytes. Ajoutez des tétramères CD1d marqués au fluorophore chargés d’antigènes glycolipidiques qui interagissent avec les cellules iNKT.
Retirer les tétramères non liés. Recouvrir de microbilles magnétiques qui se lient aux fluorophores liés au tétramère.
Retirez les billes déliées et chargez la suspension de la cellule sur une colonne magnétique.
Sous le champ magnétique, les cellules iNKT liées à des billes sont retenues dans la colonne tandis que les cellules restantes s’écoulent.
Retirez la colonne du champ magnétique. Ajouter un tampon d’élution pour éluer les cellules iNKT.
Injecter par voie intrapéritonéale de la souris DBA/1 normale avec alpha-GalCer, à la dose de 0,1 milligramme par kilogramme de poids corporel. Trois jours après la modélisation, après anesthésie, isolez la rate de la souris. Préparez une suspension unicellulaire en coupant et en broyant la rate dans un tamis de 200 mailles. Lavez la suspension cellulaire avec du PBS. Centrifugez à 200 fois g pendant 5 minutes et jetez le surnageant.
Remettez les cellules en suspension avec 1 millilitre de solution de dilution de sang total et de tissus. Ajouter 3 millilitres de milieu de séparation des lymphocytes de souris, puis centrifuger les cellules pendant 20 minutes, à 300 fois g, à température ambiante.
Pour purifier les cellules iNKT, remettez en suspension 10 à 7 cellules avec 100 microlitres de PBS à 4 degrés Celsius. Ajoutez 10 microlitres de CD1d Tetramer-PE chargé d’alpha-GalCer et incubez-les à 4 degrés Celsius pendant 15 minutes dans l’obscurité. Lavez les cellules deux fois avec du PBS et mettez-les en suspension dans 80 microlitres de PBS. Ajoutez 20 microlitres de microbilles anti-PE et incubez-les à 4 degrés Celsius pendant 20 minutes dans l’obscurité. Lavez-les deux fois avec du PBS et remettez en suspension les cellules avec 500 microlitres de PBS.
Placez la colonne de tri dans le champ magnétique du trieur MACS, et rincez avec 500 microlitres de PBS. Ajoutez la suspension cellulaire préparée dans la colonne de tri, collectez le flux et rincez trois fois avec un tampon PBS. Retirez le champ magnétique et ajoutez 1 millilitre de tampon PBS à la colonne de tri. Poussez rapidement le piston à une pression constante pour enfoncer les cellules marquées dans le tube de collecte et obtenez les cellules iNKT purifiées. Comptez avec un compteur de cellules automatisé.