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Prenez les corps embryoïdes, ou EB, dérivés de cellules souches pluripotentes induites par l’homme. Ces EB sont composés de trois couches germinales.
Transférez les EB dans une boîte de culture enrobée de matrice contenant un milieu approprié et incuberez.
La matrice permet aux EB de se fixer à la boîte de culture.
Les facteurs de croissance et les nutriments contenus dans le milieu aident les cellules ectodermiques des EB à former des agrégats neuroépithéliales disposés selon un motif circulaire appelé rosette.
Coupez les fragments de rosace et détachez-les du plat.
Collectez les fragments et faites-les tourner.
Jetez le surnageant et remettez les fragments en suspension.
À l’aide d’une pipette, déplacez les fragments de haut en bas pour les dissocier.
Ajoutez le nombre souhaité de cellules à une plaque à puits revêtue d’une matrice contenant un milieu de différenciation.
Les composants du milieu de différenciation aident les cellules neuroépithéliales à se transformer en cellules neuronales et gliales pleinement fonctionnelles, les cellules primaires du système nerveux.
Le deuxième jour, aspirez la solution de revêtement matriciel standard d’une boîte de 60 millilitres préalablement préparée et ajoutez 5 millilitres de milieu d’induction neuroépithéliale complet ou NRI dans la boîte. En travaillant sous le microscope stéréoscopique à un grossissement de 4x et à l’aide d’une pipette de 200 microlitres, collectez environ 50 corps embryoïdes flottants et transférez-les dans une boîte revêtue. Ensuite, incubez le plat à 37 degrés Celsius et 5 % de dioxyde de carbone.
Le lendemain, troisième jour de la procédure de différenciation, vérifiez la boîte au microscope à un grossissement de 10x pour vous assurer que les corps embryoïdes sont tous attachés. Ensuite, effectuez doucement un changement total de support avec un milieu NRI complet. Changez le milieu NRI tous les deux jours jusqu’au septième jour où les agrégats neuroépithéliales en forme de rosette devraient être visibles.
Le septième jour, enduisez une plaque de 96 puits en pipetant 100 microlitres de matrice standard diluée dans un milieu de culture dans chaque puits. Le huitième jour, coupez les agrégats en forme de rosette en fragments sous un microscope stéréoscopique à un grossissement de 10x dans des conditions stériles.
Notez que les rosaces ont tendance à se détacher facilement du plat lorsqu’elles sont touchées avec l’aiguille. Dans ce cas, désagréger partiellement la rosette détachée avec la pointe de l’aiguille. Si les rosettes restent partiellement attachées, utilisez une pipette de 200 microlitres pour compléter le détachement des fragments de rosette.
Le bouturage de rosette nécessite de bonnes compétences manuelles et de la précision afin d’éviter de couper des dérivés non neuroectodermiques.
Ensuite, collectez les fragments de rosette et leur milieu dans un tube conique de 15 millilitres. Rincez le plat avec 2 millilitres de milieu NRI pour récupérer tous les fragments. Ensuite, faites tourner les fragments de rosette à 112 fois g pendant une ou deux minutes.
Après avoir aspiré le surnageant, remettez doucement la pastille en suspension dans 1 millilitre de 1x DPBS préchauffé sans calcium ni magnésium. Pipetez doucement les fragments de rosette de haut en bas pour les dissocier partiellement. Ensuite, ajoutez 4 millilitres de milieu NRI complet et comptez les cellules à l’aide de bleu de trypan et d’un compteur de cellules automatisé.
Ensuite, aspirez la solution de revêtement matriciel standard de la plaque de 96 puits et déposez les cellules dans les puits à une densité d’environ 15 000 cellules par centimètre carré dans un milieu NRI. Incuber l’assiette pendant la nuit à 37 degrés Celsius et 5 % de dioxyde de carbone. Le 10e jour, effectuez un changement total du milieu en utilisant le milieu de différenciation neuronale complète.