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Commençons par le tissu périventriculaire de la moelle épinière d’un rat adulte, une région riche en cellules souches neurales/progénitrices.
Transférez le tissu dans une solution contenant de la papaïne et de la DNase.
La papaïne, une enzyme protéolytique, clive la matrice extracellulaire du tissu, tandis que la DNase dégrade l’ADN contaminant libéré par les cellules endommagées.
Dissocier mécaniquement le tissu pour obtenir une suspension unicellulaire.
Transférez la suspension dans un tube et centrifugez-la. Retirez le surnageant. Remettre les cellules en suspension dans une solution contenant de la protéine d’albumine et un inhibiteur de protéase.
L’albumine et l’inhibiteur désactivent la papaïne.
Superposez la suspension cellulaire sur une solution contenant de l’albumine et un inhibiteur de protéase.
La différence de densité entre les couches forme un gradient de densité discontinu.
Centrifugeuse pour installer les cellules intactes, tandis que les fragments de membrane cellulaire restent à l’interface.
Jetez le surnageant. Remettez les cellules en suspension dans le milieu de croissance et plaquez-les.
Les facteurs de croissance favorisent sélectivement la prolifération des cellules souches neurales/progénitrices et leur agrégation en neurosphères tridimensionnelles.
Pour commencer l’isolement des cellules souches neurales du rat, utilisez des micro-ciseaux pour hacher le tissu périventriculaire disséqué en morceaux de 1 millimètre cube. Ensuite, préparez le tampon de dissociation enzymatique en ajoutant d’abord 5 millilitres de solution saline équilibrée d’Earl’s à un flacon de papaïne provenant d’un kit de dissociation de papaïne.
Placez le flacon à 37 degrés Celsius pendant 10 minutes, de sorte que la papaïne soit complètement dissoute et que la solution apparaisse claire. Ensuite, ajoutez 500 microlitres de solution saline équilibrée d’Earl’s dans le flacon de DNase du kit de dissociation et mélangez délicatement.
Ajoutez 250 microlitres de la solution de DNase dans le flacon contenant de la papaïne et mélangez délicatement. Ensuite, ajoutez le mouchoir haché, environ 0,2 gramme, dans le flacon et placez le flacon sur une plate-forme à bascule à 37 degrés Celsius pendant 45 minutes à une heure.
Après l’incubation, triturez le mélange à l’aide d’une pipette de 10 millilitres pour dissocier les morceaux de tissu restants et obtenir une suspension cellulaire trouble. Transférez la suspension cellulaire dans un tube conique stérile de 15 millilitres et centrifugez à 300 g pendant 5 minutes à température ambiante.
Pendant la centrifugation, préparez la solution ovomucoïde en mélangeant 2,7 millilitres de solution saline équilibrée d’Earl’s avec 300 microlitres de la solution inhibitrice de l’albumine ovomucoïde reconstituée dans un tube conique de 15 millilitres. Ajouter 150 microlitres de la solution de DNase préalablement préparée à la solution ovomucoïde, et mélanger en inversant le tube.
Jetez le surnageant des cellules granulées et remettez immédiatement en suspension la pastille cellulaire dans le mélange dilué d’inhibiteur d’albumine DNase. Ensuite, préparez un gradient de densité discontinu en ajoutant 5 millilitres de solution d’inhibiteur d’albumine dans un tube de 15 millilitres et, à l’aide d’une pipette de 5 millilitres, superposez doucement et lentement la suspension cellulaire sur la solution d’inhibiteur d’albumine.
Centrifugez l’échantillon à 70 g pendant six minutes à température ambiante. Une fois terminé, jetez le surnageant et remettez en suspension la pastille de cellule dans 1 millilitre de milieu EFH pour rat préchauffé qui est préparé comme décrit dans le protocole de texte ci-joint.
Comptez la densité cellulaire vivante à l’aide d’un hémocytomètre et placez les cellules dans un flacon de culture T25 à une densité de 10 cellules par microlitre en EFH. Incuber les flacons à 37 degrés Celsius dans 5 % de dioxyde de carbone et laisser les cultures pousser sans être dérangées pendant une semaine pour éviter l’agrégation de sphères.